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C1. ATP - Biologie


Les réactions d'oxydation biologique remplissent deux fonctions. Par exemple, des augmentations de la solubilité sont observées lors de l'hydroxylation de substrats aromatiques par cytochrome P450. De même, les acides aminés peuvent être oxydés pour produire des neurotransmetteurs. La plupart des réactions d'oxydation biologique se produisent, cependant, pour produire de l'énergie pour conduire des processus biologiques thermodynamiquement défavorables tels que la synthèse de protéines et d'acides nucléiques, ou la motilité. L'énergie potentielle chimique n'est pas seulement libérée dans les réactions d'oxydation biologique. Au contraire, il est transduit en une forme d'énergie chimique plus utile dans la molécule ATP (adénosine triphosphate). Ce chapitre discutera des propriétés qui rendent l'ATP si utile biologiquement, et comment les réactions d'oxydation biologique exergonique sont couplées à la synthèse d'ATP.

PROPRIÉTÉS DE L'ATP

L'ATP contient deux liaisons phosphoanhydride (reliant les 3 phosphates ensemble) et une liaison phosphoester (reliant un phosphate au cycle ribose). Les pKa pour les réactions

[HATP^{3-} ightarrow ATP^{4-} + H^+ ]

et

[HADP^{2-} ightarrow ADP^{3-} + H^+ ]

sont d'environ 7,0, de sorte que les charges globales d'ATP et d'ADP au pH physiologique sont respectivement de -3,5 et -2,5. Chacun des atomes de phosphore est hautement électrophile et peut réagir avec des nucléophiles comme l'OH de l'eau ou un alcool. Comme nous l'avons vu précédemment, les anhydrides sont thermodynamiquement plus réactifs que les esters qui sont plus réactifs que les amides. Le grand (ΔG^o = -7,5, kcal/mol) négatif pour l'hydrolyse (une réaction de substitution nucléophile) d'une des liaisons phosphoanhydride peut être attribué à une déstabilisation relative des réactifs (ATP et eau) et relative stabilisation des produits (ADP = Pi). Spécifiquement

  • Les réactifs ne peuvent pas être stabilisés dans la même mesure que les produits par résonance en raison de la résonance concurrente des anhydrides de pontage O.
  • La densité de charge sur les réactifs est supérieure à celle des produits
  • Des études théoriques montrent que les produits sont plus hydratés que les réactifs.

Le (ΔG^o) pour l'hydrolyse de l'ATP dépend de la concentration en ions divalents et du pH, qui affectent la stabilisation et l'amplitude des états de charge des réactifs et des produits.

Jmol : mise à jour de l'ATP Jmol14 (Java) | JSMol (HTML5) | ADP Jmol14 (Java) | JSMol (HTML5)

Figure : STRUCTURE ET HYDROLYSE DE L'ATP

Les anhydrides d'acide carboxylique sont encore plus instables à l'hydrolyse que l'ATP (-20 kcal/mol), suivis des anhydrides mixtes (-12 kcal/mol) et des anhydrides d'acide phosphorique (-7,5 kcal/mol). Ces molécules sont souvent appelées molécules à « haute énergie », ce qui est quelque peu impropre. Ils ne sont de haute énergie que par rapport à l'énergie de leurs produits de clivage, de sorte que la réaction se déroule avec un grand (ΔG^o négatif).

Figure : MOLÉCULES À HAUTE ÉNERGIE

Comment l'ATP peut-il être utilisé pour entraîner une réaction thermodynamiquement défavorable ? Considérons d'abord comment l'hydrolyse d'un anhydride d'acide carboxylique, qui a un (ΔG^o) = -12,5 kcal/mol peut conduire à la synthèse d'un amide d'acide carboxylique, avec un (Δ G^o) de + 2 -3 kcal/mol. Le lien ci-dessous montre la réaction nette (anhydride + amine --> amide + acide carboxylique), qui peut être divisée en deux réactions : l'hydrolyse de l'anhydride et la synthèse de l'amide.

Figure : MÉCANISME : SYNTHÈSE COUPÉE D'UN AMIDE CARBOXYLIQUE

Considérons maintenant la réaction du glucose + Pi pour former le glucose-6-P. Dans cette réaction, un phosphoester est formé, donc la réaction se déroulerait avec un ΔGo positif = 3,3. Maintenant, si l'ATP a été utilisé pour transférer le phosphate terminal (gamma) au glucose pour former Glc-6-P, la réaction se déroule avec un ΔGo = -4 kcal/mol. Ceci peut être calculé puisque ΔG est une fonction d'état et est indépendant du chemin. Ajout des réactions et des Go's for

[ce{glucose + Pi -> glucose-6-P }]

et

[ce{ATP + H2O -> ADP + Pi}]

donne la réaction résultante et (ΔG^o)

[ce{glucose + ATP -> Glucose-6-P + ADP, }]

avec (ΔG^o = -4).

Dans la plupart des réactions biologiques utilisant l'ATP, le P terminal de l'ATP est transféré à un substrat à l'aide d'une enzyme appelée kinase. Par conséquent, l'hexokinase transfère le phosphate gamma de l'ATP à un sucre hexose. La protéine kinase est une enzyme qui transfère le phosphate gamma à un substrat protéique.

L'ATP est également utilisé pour piloter la synthèse des liaisons peptidiques (amide) pendant la synthèse des protéines. D'un point de vue énergétique, le clivage de l'anhydride peut fournir l'énergie nécessaire à la formation de liaisons amides. La synthèse des liaisons peptidiques dans les cellules s'accompagne d'un clivage des deux liaisons phosphoanhydride dans l'ATP dans un ensemble complexe de réactions catalysées par les ribosomes dans les cellules. (Ce sujet est approfondi dans les cours de biologie moléculaire). La figure ci-dessous est un mécanisme grossièrement simplifié de la façon dont la formation de liaisons peptidiques peut être couplée au clivage de l'ATP.

Figure : MÉCANISME : SYNTHÈSE DE LIAISON PEPTIDIQUE ATP-DÉPENDANTE

Les réactions de phosphorylation utilisant l'ATP sont en réalité des réactions de substitution nucléophile qui passent par un intermédiaire pentavalent. Le reste de la molécule d'ATP est alors considéré comme le groupe partant, qui pourrait également être théoriquement ADP ou AMP. Si l'eau est le nucléophile, la réaction est également une réaction d'hydrolyse. Ces réactions sont également appelées réactions de transfert de phosphoryle.

Une dernière remarque. L'ATP existe dans les cellules en tant que membre d'un pool de nucléotides d'adénine qui se compose non seulement d'ATP, mais également d'ADP et d'AMP (avec Pi). Ces constituants sont facilement interconvertibles. En fait, nous décomposons chaque jour une quantité d'ATP égale à environ notre poids corporel. De même, nous faisons à peu près le même montant à partir des produits de chiffre d'affaires. Lorsque l'énergie est nécessaire, les glucides et les lipides sont oxydés et de l'ATP est produit, qui peut ensuite être immédiatement utilisé pour la motilité, la biosynthèse, etc. Il est très important de réaliser que bien que l'ATP soit converti en ADP dans un processus thermodynamiquement spontané, le processus est cinétiquement lent sans enzyme. L'ATP est donc stable en solution. Cependant, sa demi-vie biologique n'est pas longue puisqu'il est utilisé très rapidement comme décrit ci-dessus. Cela récapitule un thème que nous avons vu auparavant. De nombreuses réactions (comme l'oxydation avec du dioxygène, la dénaturation des protéines dans un solvant non polaire et maintenant l'hydrolyse de l'ATP) sont favorisées thermodynamiquement mais cinétiquement lentes. Cette lenteur cinétique est une condition nécessaire mais bien sûr insuffisante, à vie.


Sous-unité C1 du complexe ATP synthase F(0), mitochondriale

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Sous-unité C1 de la protéase Clp dépendante de l'ATP, HvClpC1, est un gène candidat fort pour le mutant de la panachure de l'orge lutéostriens comme révélé par la cartographie génétique et le reséquençage génomique

La mise en œuvre du séquençage de nouvelle génération dans les criblages génétiques avancés a considérablement accéléré la découverte de gènes chez les espèces à génome plus important, y compris de nombreuses plantes cultivées. Dans l'orge, de vastes collections de mutants sont disponibles, cependant, les mutations responsables de nombreux gènes restent largement inconnues. Ici, nous démontrons comment une combinaison de cartographie génétique à basse résolution, de reséquençage du génome entier et d'analyses fonctionnelles comparatives offre une voie prometteuse vers l'identification candidate de gènes impliqués dans la biologie des plastes et/ou la photosynthèse, même si les gènes sont situés dans des régions pauvres en recombinaison de la génome. Comme preuve de concept, nous avons simulé la prédiction d'un gène candidat pour le mutant de panachure récemment cloné albostriens (HvAST/HvCMF7) et a adopté l'approche pour suggérer HvClpC1 comme gène candidat pour le mutant de panachure jaune-vert lutéostriens.

Mots clés: Hordeum vulgare HvClpC1 albostrians développement chloroplastique analyse comparative cartographie génétique reséquençage génomique lutéostriens.

Copyright © 2021 Li, Guo, Pidon, Melzer, Prina, Börner et Stein.

Déclaration de conflit d'intérêts

Les auteurs déclarent que la recherche a été menée en l'absence de toute relation commerciale ou financière pouvant être interprétée comme un conflit d'intérêt potentiel.


Tout le code est disponible sur demande raisonnable de l'auteur correspondant.

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Principes de base des voies de production d'ATP

Glycolyse

La glycolyse est un processus par lequel le glucose est partiellement converti par une série de réactions catalysées par des enzymes en deux molécules de pyruvate. Certains types de cellules (érythrocytes, spermatozoïdes) et tissus (cerveau, médullaire rénale) de mammifères sont capables de survivre uniquement (ou principalement) grâce à l'énergie dérivée de la glycolyse. Les étapes comprenant les processus conduisant à la décomposition du glucose à six atomes de carbone en deux molécules de pyruvate à trois atomes de carbone peuvent être divisées en deux phases : la phase préparatoire et la phase dite « “payoff”" (Fig.  1 ).

Gestion de l'ATP au sein de la cellule. Représentation schématique des mécanismes de synthèse et de stockage de l'ATP à l'intérieur de la cellule. La glycolyse est représentée dans le jaune et boîtes bleues, le cycle TCA par le cercle vert, et la phosphorylation oxydative dans le boîte orange. La réduction du pyruvate en lactate est représentée à l'intérieur du rectangle en pointillé rouge. Des contacts hypothétiques entre les vésicules de stockage d'ATP et les mitochondries, avec un transfert préférentiel d'ATP, sont montrés dans le cercle pointillé rouge

Dans la première phase, le glucose est phosphorylé au niveau du groupe hydroxyle sur C-6 par l'hexokinase (HK) générant du glucose 6-phosphate. Cet événement est fondamental pour “trap” l'hexose dans la cellule. En effet, l'existence d'un transporteur d'hexose phosphorylé n'a pas été rapportée dans les cellules de mammifères. De cette façon, la phosphorylation du glucose déplace l'équilibre de la concentration en glucose, empêchant son échappement. Plusieurs types de HK ont été trouvés, chacun avec des caractéristiques spécifiques. Dans le cas de la HK IV (glucokinase), connue pour être spécifique du foie, c'est l'insensibilité à l'inhibition du glucose 6-phosphate qui permet sa régulation directe par les taux de glucose dans le sang [1]. Récemment, il y a eu un intérêt accru pour la HK associée aux mitochondries (mtHK). mtHK est capable de favoriser la survie cellulaire par une voie médiée par AKT. Ce fut l'un des premiers mécanismes suggérés pour coupler le métabolisme au destin cellulaire [2] en raison de sa capacité à participer à la dynamique mitochondriale lors de l'apoptose et surtout en raison de son implication dans la formation du pore de transition de perméabilité mitochondriale.

Par la suite, le glucose 6-phosphate est converti en fructose 6-phosphate par la glucose 6-phosphate isomérase. Cette isomérisation est fondamentale pour l'étape suivante au cours de laquelle C-1 est à nouveau phosphorylé, conduisant à la formation de fructose 1,6-bisphosphate. L'aldolase est alors capable de diviser le fructose 1,6-bisphosphate en deux molécules à trois carbones : le dihydroxyacétone phosphate (DHAP) et le glycéraldéhyde 3-phosphate (GAP). Cette étape représente la phase réelle de “lysis”.

Jusqu'à présent, la voie glycolytique consommait de l'ATP au lieu de le produire. Cela doit être interprété comme un investissement augmentant le contenu en énergie libre des intermédiaires, et le rendement réel du processus commence à partir de là, avec le début de la deuxième phase.

La DHAP est isomérisée par la triosephosphate isomérase pour former une seconde molécule de GAP. La chaîne carbonée de l'ensemble du glucose est ainsi convertie en deux molécules de GAP. Chacune de ces molécules est oxydée et phosphorylée par du phosphate inorganique pour former du 1,3-bisphosphoglycérate. Au cours de ce processus, la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase (GAPDH) utilise le nicotinamide adénine dinucléotide (NAD+) comme cofacteur et libère du NADH pour chaque molécule de GAP. Le NADH résultant alimentera directement la chaîne respiratoire pour propulser la synthèse d'ATP mitochondrial. Il est à noter que la GAPDH est également capable de réguler plusieurs processus qui ne font pas partie de la voie glycolytique. Ceux-ci incluent la régulation de l'apoptose, la fusion membranaire, le regroupement des microtubules, l'exportation d'ARN, la réplication et la réparation de l'ADN [3].

Une partie de l'énergie est libérée par la conversion du 1,3-bisphosphoglycérate en deux molécules de pyruvate par les étapes séquentielles effectuées par la phosphoglycérate kinase (PGK), la phosphoglicérate mutase, l'énolase et la pyruvate kinase. Les conversions du 1,3-bisphosphoglycérate en 3-phosphoglycérate (par PGK) et du phosphoénolpyruvate en pyruvate (par la pyruvate kinase) sont les étapes qui favorisent la synthèse d'ATP à partir d'ADP dans la glycolyse. La dernière étape est également un régulateur fondamental de l'ensemble du processus. La pyruvate kinase (PK) subit une régulation allostérique par le fructose 1,6-bisphosphate qui favorise l'activité PK et augmente le taux de glycolyse [4]. La régulation allostérique et l'expression tissulaire caractérisent plusieurs isoformes de l'enzyme PK. Cette isoforme est caractérisée par une forte affinité pour le phosphoénolpyruvate, et elle a été associée à favoriser la conversion du pyruvate en lactate au lieu de son entrée dans le cycle du TCA [5, 6].

Ainsi, la deuxième phase de glycolyse fournit quatre molécules d'ATP et deux de NADH par molécule de glucose, payant l'investissement de la phase préparatoire. Le bilan final de ce processus est alors : deux molécules d'ATP, deux de NADH (qui pourraient alimenter directement la chaîne respiratoire) et deux de pyruvate. Ce dernier entre dans le cycle du TCA et subit une oxydation complète en conditions aérobies.

Dans des conditions anaérobies (comme ce qui se produit dans les muscles lors d'une poussée d'activité extrême, lorsque l'oxygène n'est pas obtenu assez rapidement du sang), les faibles quantités d'oxygène ne permettent pas l'oxydation complète et efficace du pyruvate. Dans ces conditions, le NADH (produit en grande quantité à partir du cycle de l'acide citrique, voir section suivante) ne peut pas être réoxydé en NAD, limitant ainsi l'activité de la GAPDH et la consommation de glucose. Le pyruvate est ensuite réduit en lactate avec la consommation d'un NADH dans un processus appelé fermentation lactique catalysé par la lactate déshydrogénase. De cette façon, les deux molécules de NADH produites en glycolyse sont consommées en fermentation lactique pour restaurer le réservoir de NAD, et le bilan final d'une dégradation du glucose est de deux molécules d'ATP. Cette condition se produit également dans des conditions aérobies dans les érythrocytes (qui n'ont pas de mitochondries) ou dans de nombreuses cellules cancéreuses, comme cela a été initialement observé par le docteur Otto Warburg en 1930, et qui a conduit à la théorie largement acceptée de l'effet Warburg [7].

Le cycle de l'acide citrique

Le TCA, également connu sous le nom de cycle de l'acide citrique, a été élucidé par Sir Hans Krebs en 1940 lorsqu'il a conclu que l'oxydation d'un équivalent triose implique un cycle complet d'acide citrique [8]. Le “triose” issu de la glycolyse est complètement oxydé en trois molécules de CO2 au cours d'une séquence de réactions qui permettent la réduction des cofacteurs NAD et flavine adénine nucléotide (FAD), fournissant de l'énergie à la chaîne respiratoire sous forme d'électrons. En 1949, Kennedy et Lehningher ont démontré que tout le cycle se déroule à l'intérieur des mitochondries [9] (Fig. ​ (Fig.1 1 ).

La matière première du cycle de l'acide citrique est directement apportée par le pyruvate issu de la glycolyse par l'activité du complexe pyruvate déshydrogénase. Ce complexe enzymatique, composé de plusieurs copies des trois enzymes pyruvate déshydrogénase (E1), dihydrolipoyl transacétylase (E2) et dihydrolipoyl déshydrogénase (E3), oxyde le pyruvate en acétyl-CoA et CO2 dans une réaction irréversible dans laquelle le groupe carboxyle est éliminé du pyruvate sous forme de molécule de CO2. Cette réaction est strictement liée au cycle, même si elle n'y est pas comprise. Le groupe acétyle introduit deux carbones à chaque tour du cycle, ces carbones quitteront ensuite le cycle sous forme de CO2.

La première réaction du cycle de l'acide citrique est la condensation d'un acétyl-CoA et d'une molécule de citrate pour générer de l'oxaloacétate et est catalysée par la citrate synthase. Le citrate est ensuite transformé en isocitrate par l'aconitase par formation de cis-aconitate. Cette étape est réversible et pourrait conduire à la formation à la fois de citrate et d'isocitrate. Seule la consommation rapide d'isocitrate par sa déshydrogénase peut forcer la réaction dans la bonne direction. L'Isocitrate déshydrogénase catalyse la première oxydation irréversible conduisant à la décarboxylation de l'isocitrate, générant du CO2 et α-cétoglutarate. Le deuxième carbone quitte le cycle à l'étape suivante, lorsque le α-cétoglutarate nouvellement généré est immédiatement décarboxylé par le complexe α-cétoglutarate déshydrogénase dans une réaction similaire à la décarboxylation du pyruvate. En fait, ces deux complexes partagent des similitudes élevées dans la composition des acides aminés enzymatiques et dans l'organisation des différentes sous-unités. L'énergie libérée par les deux oxydations est utilisée pour générer du NADH à partir du NAD qui alimente directement la chaîne respiratoire.

L'étape suivante est catalysée par la succinyl𠄼oa synthétase et utilise l'énergie dérivée de l'élimination du CoA pour phosphoryler le GDP (ou ADP) en GTP (ou ATP). La sélectivité pour le nucléotide est déterminée par l'isozyme impliqué. Il a été bien établi qu'au moins deux isozymes de succinyl𠄼oA synthétase sont exprimés dans les tissus animaux [10], et la proportion entre eux semble être spécifique au tissu.

Le succinate généré à l'étape précédente est le composé à quatre carbones qui est ensuite converti, par trois réactions séquentielles, en oxaloacétate pour conclure le cycle. La première de ces étapes est l'oxydation du succinate en fumarate par la succinate déshydrogénase. Cette enzyme, étroitement liée à la membrane mitochondriale interne (IMM), catalyse la réduction du FAD en FADH2 qui fournit des électrons pour la chaîne respiratoire. Le fumarate est ensuite hydraté par la fumarate hydratase en l-malate. Il est particulièrement intéressant que la succinate déshydrogénase et la fumarate hydratase soient des gènes oncosuppresseurs. Il a été démontré que l'inactivation de ces oncosuppresseurs conduit à l'accumulation de succinate et de fumarate qui se propagent dans le cytosol et favorisent l'accumulation du facteur 1 inductible par l'hypoxie (HIF1α) en inactivant les enzymes prolyl hydroxylase (promoteur de la dégradation de HIF1α). HIF1α favorise à son tour une condition pseudo-hypoxique qui favorise le développement tumoral [11]. Le dernier événement qui complète le cycle de l'acide citrique est l'oxydation du l-malate en oxaloacétate. Cette réaction est réalisée par la l-malate déshydrogénase qui induit la réduction d'une autre molécule de NAD en NADH. La molécule d'oxaloacétate résultante convient pour démarrer un autre cycle par condensation avec un groupe acétyle.

Au cours de tous ces processus, une seule molécule d'ATP (ou GTP) est produite, mais trois molécules de NADH et une de FADH2 (plus une molécule de NADH de la pyruvate déshydrogénase), qui fournissent des électrons pour la chaîne respiratoire, sont également générées et résultent ensuite dans la production de grandes quantités d'ATP (discuté plus loin).

Chaîne respiratoire et phosphorylation oxydative

La chaîne respiratoire comprend une série de composants (complexes) conduisant le transfert d'électrons à travers la membrane et impliqués dans la phosphorylation oxydative (OXPHOS), un processus qui se produit dans des conditions aérobies. Dans les cellules eucaryotes, le transport des électrons se produit dans les mitochondries et les chloroplastes, tandis que chez les bactéries, il s'effectue à travers la membrane plasmique. Comme mentionné, le transfert d'électrons est considéré comme une partie de l'OXPHOS, le processus par lequel l'ADP est phosphorylé en ATP grâce à l'énergie dérivée de l'oxydation des nutriments.

Quatre complexes protéiques et l'ATP synthase, tous liés à l'IMM, ainsi que deux navettes sont les acteurs connus de l'un des mécanismes les plus délicats résolus en biochimie (Fig.  1 ). Le premier de ces complexes est le NADH/ubiquinone oxydoréductase (complexe I) qui élimine les électrons du NADH (produit dans le cycle de l'acide citrique) et les transmet à la première navette, l'ubiquinone, un cofacteur liposoluble situé dans la bicouche phospholipidique de l'IMM . La succinate déshydrogénase (ou complexe II) est un autre site d'entrée des électrons dans la chaîne respiratoire. Dans ce cas, les électrons dérivés de l'oxydation du succinate sont passés par FAD à l'ubiquinone. Une fois que l'ubiquinone est réduite en ubiquinol, elle est capable de transmettre des électrons au troisième complexe, l'ubiquinone/cytochrome c oxydoréductase. Ici, les électrons sont déplacés à travers plusieurs groupes hèmes de l'ubiquinone navette liposoluble au cytochrome navette hydrosoluble c. Le cytochrome c est une petite protéine (environ 12,5 kDa), située dans l'espace intermembranaire (IMS), qui peut accueillir un électron dans son groupe hème. Malgré sa solubilité dans l'eau, le cytochrome c est généralement lié à la surface externe de l'IMM en raison de l'interaction avec la cardiolipine [12]. Cette interaction (cruciale dans la détermination du destin cellulaire) permet à la navette d'atteindre son accepteur d'électrons, le complexe IV. La cytochrome c oxydase est le dernier complexe du transport des électrons. Les électrons du cytochrome c sont accumulés dans les centres de cuivre et transmis à l'oxygène par les groupes hèmes. L'oxygène est ensuite réduit en eau. Cela constitue la majeure partie de la consommation d'oxygène dans toute la vie aérobie.

Le transport d'électrons à travers les complexes I, III et IV induit le pompage de protons de la matrice vers l'IMS. Plus précisément, pour deux électrons provenant d'une molécule de NADH, quatre H + sont déplacés par le complexe I, quatre par le complexe III et deux par le complexe IV. Le deuxième complexe respiratoire ne génère aucun mouvement protonique [13]. La chaîne respiratoire dans les mitochondries actives génère une grande différence de [H + ] à travers l'IMM, entraînant la génération d'un potentiel électrique (environ � à � mV) et une variation du pH d'environ 0,75. Une force motrice protonique constante entraîne la synthèse d'ATP à travers la dernière étape d'OXPHOS, l'ATP synthase. Comprendre l'activité et l'organisation de cette enzyme a valu aux chercheurs plus d'un prix Nobel. Tout d'abord, Peter Mitchell a reçu en 1978 son prix pour la formulation de la théorie chimiosmotique. Dans un premier temps, il a émis l'hypothèse qu'une activité enzymatique pourrait à la fois impliquer un transport d'ions (transport de protons à travers l'IMM) et une réaction chimique (phosphorylation de l'ATP). Près de deux décennies plus tard, en 1997, le prix Nobel a été décerné à Paul Boyer et John Walker qui ont élucidé le mécanisme d'action de l'ATP synthase, ici brièvement passé en revue. L'ATP synthase pourrait être divisée en deux composants principaux : F0 qui permet la canalisation des protons et F1 qui catalyse la phosphorylation de l'ATP. Le F0 est intégré dans l'IMM, tandis que le F1 réside dans la matrice mitochondriale et est lié à la F0 via une sous-unité γ (qui entraîne des changements de conformation) et un dimère b2δ (qui contient F0 et F1 ensemble). Les protons s'écoulent de l'espace intermembranaire à la matrice à travers le F0 induisant sa rotation le mouvement est transmis de la sous-unité γ au F1 provoquant des réarrangements conformationnels. Le F1 a une structure trimérique constituée de dimères αβ. Cette structure permet trois états de conformation différents capables de se lier à ADP + Pi, ATP ou de rester non liés. Les changements séquentiels sont liés à la liaison des substrats, à la phosphorylation et à la libération d'ATP. Les trois dimères disponibles ne sont jamais dans le même état conformationnel et, de plus, les changements de conformation dans un dimère entraînent des réarrangements dans l'autre (pour une explication plus détaillée, se référer à [14]). Il a été calculé que, pour la synthèse d'une molécule d'ATP, quatre protons sont nécessaires (trois pour les réarrangements de l'ATP synthase et un pour le transport de l'ATP, de l'ADP et du Pi [15]). Once synthesized, ATP can locate inside mitochondrial matrix or be transported into the IMS by the nucleotide exchanger adenine nucleotide translocase (ANT) which passively exchanges ATP with ADP. Once in the IMS, ATP can freely pass the OMM through the voltage-dependent anion channel (VDAC).


Ribose

Ribose can be synthesized chemically, but commercial production relies on fermentation of glucose. Using genetically modified strains of B. subtilis, 90 g/liter of ribose can be produced from 200 g of glucose. The conversion entails the intermediacy of gluconate and ribulose. [14]

Ribose has been detected in meteorites. [15] [16]

Ribose is an aldopentose (a monosaccharide containing five carbon atoms) that, in its open chain form, has an aldehyde functional group at one end. In the conventional numbering scheme for monosaccharides, the carbon atoms are numbered from C1' (in the aldehyde group) to C5'. The deoxyribose derivative found in DNA differs from ribose by having a hydrogen atom in place of the hydroxyl group at C2'. This hydroxyl group performs a function in RNA splicing.

For ribose residues in nucleosides and nucleotide, the torsion angles for the rotation encompassing the bonds influence the configuration of the respective nucleoside and nucleotide. The secondary structure of a nucleic acid is determined by the rotation of its 7 torsion angles. [17] Having a large amount of torsion angles allows for greater flexibility.

In closed ring riboses, the observed flexibility mentioned above is not observed because the ring cycle imposes a limit on the number of torsion angles possible in the structure. [17] Conformers of closed form riboses differ in regards to how the lone oxygen in the molecule is positioned respective to the nitrogenous base (also known as a nucleobase or just a base) attached to the ribose. If a carbon is facing towards the base, then the ribose is labeled as endo. If a carbon is facing away from the base, then the ribose is labeled as exo. If there is an oxygen molecule attached to the 2' carbon of a closed cycle ribose, then the exo confirmation is more stable because it decreases the interactions of the oxygen with the base. [17] The difference itself is quite small, but when looking at an entire chain of RNA the slight difference amounts to a sizable impact.

A ribose molecule is typically represented as a planar molecule on paper. Despite this, it is typically non-planar in nature. Even between hydrogen atoms, the many constituents on a ribose molecule cause steric hindrance and strain between them. To relieve this crowding and ring strain, the ring puckers, i.e. becomes non-planar. [18] This puckering is achieved by displacing an atom from the plane, relieving the strain and yielding a more stable configuration. [17] Puckering, otherwise known as the sugar ring conformation (specifically ribose sugar), can be described by the amplitude of pucker as well as the pseudorotation angle. The pseudo-rotation angle can be described as either "north (N)" or "south (S)" range. While both ranges are found in double helices, the north range is commonly associated with RNA and the A form of DNA. In contrast, the south range is associated with B form DNA. Z-DNA contains sugars in both the north and south ranges. [19] When only a single atom is displaced, it is referred to as an "envelope" pucker. When two atoms are displaced, it is referred to as a "twist" pucker, in reference to the zigzag orientation. [20] In an "endo" pucker, the major displacement of atoms is on the β-face, the same side as the C4'-C5' bond and the base. In an "exo" pucker, the major displacement of atoms is on the α-face, on the opposite side of the ring. The major forms of ribose are the 3'-endo pucker (commonly adopted by RNA and A-form DNA) and 2'-endo pucker (commonly adopted by B-form DNA). [21] These ring puckers are developed from changes in ring torsion angles there are infinite combinations of angles so therefore, there is an infinite number of transposable pucker conformations, each separated by disparate activation energies.

ATP is derived from ribose it contains one ribose, three phosphate groups, and an adenine base. ATP is created during cellular respiration from adenosine diphosphate (ATP with one less phosphate group).

Signaling pathways Edit

Ribose is a building block in secondary signaling molecules such as cyclic adenosine monophosphate (cAMP) which is derived from ATP. One specific case in which cAMP is used is in cAMP-dependent signaling pathways. In cAMP signaling pathways, either a stimulative or inhibitory hormone receptor is activated by a signal molecule. These receptors are linked to a stimulative or inhibitory regulative G-protein. When a stimulative G-protein is activated, adenylyl cyclase catalyzes ATP into cAMP by using Mg 2+ or Mn 2+ . cAMP, a secondary messenger, then goes on to activate protein kinase A, which is an enzyme that regulates cell metabolism. Protein kinase A regulates metabolic enzymes by phosphorylation which causes a change in the cell depending on the original signal molecule. The opposite occurs when an inhibitory G-protein is activated the G-protein inhibits adenylyl cyclase and ATP is not converted to cAMP.


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Research output : Contribution to journal › Article

T1 - ATP-Dependent Clp Protease Subunit C1, HvClpC1, Is a Strong Candidate Gene for Barley Variegation Mutant luteostrians as Revealed by Genetic Mapping and Genomic Re-sequencing

N2 - Implementation of next-generation sequencing in forward genetic screens greatly accelerated gene discovery in species with larger genomes, including many crop plants. In barley, extensive mutant collections are available, however, the causative mutations for many of the genes remains largely unknown. Here we demonstrate how a combination of low-resolution genetic mapping, whole-genome resequencing and comparative functional analyses provides a promising path toward candidate identification of genes involved in plastid biology and/or photosynthesis, even if genes are located in recombination poor regions of the genome. As a proof of concept, we simulated the prediction of a candidate gene for the recently cloned variegation mutant albostrians (HvAST/HvCMF7) and adopted the approach for suggesting HvClpC1 as candidate gene for the yellow-green variegation mutant luteostrians.

AB - Implementation of next-generation sequencing in forward genetic screens greatly accelerated gene discovery in species with larger genomes, including many crop plants. In barley, extensive mutant collections are available, however, the causative mutations for many of the genes remains largely unknown. Here we demonstrate how a combination of low-resolution genetic mapping, whole-genome resequencing and comparative functional analyses provides a promising path toward candidate identification of genes involved in plastid biology and/or photosynthesis, even if genes are located in recombination poor regions of the genome. As a proof of concept, we simulated the prediction of a candidate gene for the recently cloned variegation mutant albostrians (HvAST/HvCMF7) and adopted the approach for suggesting HvClpC1 as candidate gene for the yellow-green variegation mutant luteostrians.


7.7 Regulation of Cellular Respiration

Dans cette section, vous explorerez la question suivante :

Connexion pour les cours AP ®

Cellular respiration is controlled by a variety of means. For example, the entry of glucose into a cell is controlled by the transport proteins that aid glucose passage through the cell membrane. However, most of the control of the respiration processes is accomplished through negative feedback inhibition of specific enzymes that respond to the intracellular concentrations of ATP, ADP, NAD + , and FAD, etc.

Information presented and the examples highlighted in the section support concepts and learning objectives outlined in Big Idea 2 of the AP ® Biology Curriculum Framework, as shown in the table. Les objectifs d'apprentissage énumérés dans le cadre du programme d'études fournissent une base transparente pour le cours de biologie AP ®, une expérience de laboratoire basée sur l'enquête, des activités pédagogiques et des questions d'examen AP ®. Un objectif d'apprentissage fusionne le contenu requis avec une ou plusieurs des sept pratiques scientifiques.

Grande idée 2 Les systèmes biologiques utilisent de l'énergie libre et des éléments constitutifs moléculaires pour croître, se reproduire et maintenir une homéostasie dynamique.
Enduring Understanding 2.C Organisms use feedback mechanisms to regulate growth and reproduction, and to maintain dynamic homeostasis.
Connaissances essentielles 2.C.1 Organisms use feedback mechanisms to maintain their internal environments and respond to external environmental changes.
Pratique scientifique 7.2 L'étudiant peut connecter des concepts dans et entre des domaines pour généraliser ou extrapoler dans et/ou entre des compréhensions durables et/ou de grandes idées.
Objectif d'apprentissage 2.16 The student is able to connect how organisms use negative feedback to maintain their internal environments.
Connaissances essentielles 2.C.1 Organisms use feedback mechanisms to maintain their internal environments and respond to external environmental changes.
Pratique scientifique 5.3 L'étudiant peut évaluer les preuves fournies par les ensembles de données par rapport à une question scientifique particulière.
Objectif d'apprentissage 2.17 The student is able to evaluate data that show the effect(s) of changes in concentration of key molecules on negative feedback mechanisms.

Cellular respiration must be regulated in order to provide balanced amounts of energy in the form of ATP. The cell also must generate a number of intermediate compounds that are used in the anabolism and catabolism of macromolecules. Without controls, metabolic reactions would quickly come to a stand-still as the forward and backward reactions reached a state of equilibrium. Resources would be used inappropriately. A cell does not need the maximum amount of ATP that it can make all the time: At times, the cell needs to shunt some of the intermediates to pathways for amino acid, protein, glycogen, lipid, and nucleic acid production. In short, the cell needs to control its metabolism.

Regulatory Mechanisms

A variety of mechanisms is used to control cellular respiration. Some type of control exists at each stage of glucose metabolism. Access of glucose to the cell can be regulated using the GLUT proteins that transport glucose (Figure 7.19). Different forms of the GLUT protein control passage of glucose into the cells of specific tissues.

Some reactions are controlled by having two different enzymes—one each for the two directions of a reversible reaction. Reactions that are catalyzed by only one enzyme can go to equilibrium, stalling the reaction. In contrast, if two different enzymes (each specific for a given direction) are necessary for a reversible reaction, the opportunity to control the rate of the reaction increases, and equilibrium is not reached.

A number of enzymes involved in each of the pathways—in particular, the enzyme catalyzing the first committed reaction of the pathway—are controlled by attachment of a molecule to an allosteric site on the protein. The molecules most commonly used in this capacity are the nucleotides ATP, ADP, AMP, NAD + , and NADH. These regulators, allosteric effectors, may increase or decrease enzyme activity, depending on the prevailing conditions. The allosteric effector alters the steric structure of the enzyme, usually affecting the configuration of the active site. This alteration of the protein’s (the enzyme’s) structure either increases or decreases its affinity for its substrate, with the effect of increasing or decreasing the rate of the reaction. The attachment signals to the enzyme. This binding can increase or decrease the enzyme’s activity, providing feedback. This feedback type of control is effective as long as the chemical affecting it is attached to the enzyme. Once the overall concentration of the chemical decreases, it will diffuse away from the protein, and the control is relaxed.

Control of Catabolic Pathways

Enzymes, proteins, electron carriers, and pumps that play roles in glycolysis, the citric acid cycle, and the electron transport chain tend to catalyze non-reversible reactions. In other words, if the initial reaction takes place, the pathway is committed to proceeding with the remaining reactions. Whether a particular enzyme activity is released depends upon the energy needs of the cell (as reflected by the levels of ATP, ADP, and AMP).

Glycolyse

The control of glycolysis begins with the first enzyme in the pathway, hexokinase (Figure 7.20). Cette enzyme catalyse la phosphorylation du glucose, ce qui aide à préparer le composé pour le clivage dans une étape ultérieure. La présence du phosphate chargé négativement dans la molécule empêche également le sucre de quitter la cellule. Lorsque l'hexokinase est inhibée, le glucose diffuse hors de la cellule et ne devient pas un substrat pour les voies respiratoires dans ce tissu. Le produit de la réaction de l'hexokinase est le glucose-6-phosphate, qui s'accumule lorsqu'une enzyme ultérieure, la phosphofructokinase, est inhibée.

La phosphofructokinase est la principale enzyme contrôlée dans la glycolyse. High levels of ATP, citrate, or a lower, more acidic pH decrease the enzyme’s activity. Une augmentation de la concentration de citrate peut se produire en raison d'un blocage du cycle de l'acide citrique. Fermentation, with its production of organic acids like lactic acid, frequently accounts for the increased acidity in a cell however, the products of fermentation do not typically accumulate in cells.

La dernière étape de la glycolyse est catalysée par la pyruvate kinase. Le pyruvate produit peut être catabolisé ou converti en acide aminé alanine. S'il n'y a plus besoin d'énergie et que l'alanine est en quantité suffisante, l'enzyme est inhibée. L'activité de l'enzyme est augmentée lorsque les niveaux de fructose-1,6-bisphosphate augmentent. (Recall that fructose-1,6-bisphosphate is an intermediate in the first half of glycolysis.) The regulation of pyruvate kinase involves phosphorylation by a kinase (pyruvate kinase kinase), resulting in a less-active enzyme. La déphosphorylation par une phosphatase la réactive. La pyruvate kinase est également régulée par l'ATP (un effet allostérique négatif).

Si plus d'énergie est nécessaire, plus de pyruvate sera converti en acétyl CoA par l'action de la pyruvate déshydrogénase. If either acetyl groups or NADH accumulate, there is less need for the reaction and the rate decreases. Pyruvate dehydrogenase is also regulated by phosphorylation: A kinase phosphorylates it to form an inactive enzyme, and a phosphatase reactivates it. La kinase et la phosphatase sont également régulées.

Le cycle de l'acide citrique

The citric acid cycle is controlled through the enzymes that catalyze the reactions that make the first two molecules of NADH (Figure 7.10). These enzymes are isocitrate dehydrogenase and ??‑ketoglutarate dehydrogenase. When adequate ATP and NADH levels are available, the rates of these reactions decrease. When more ATP is needed, as reflected in rising ADP levels, the rate increases. ??-ketoglutarate dehydrogenase will also be affected by the levels of succinyl CoA—a subsequent intermediate in the cycle—causing a decrease in activity. A decrease in the rate of operation of the pathway at this point is not necessarily negative, as the increased levels of the ??-ketoglutarate not used by the citric acid cycle can be used by the cell for amino acid (glutamate) synthesis.

Chaîne de transport d'électrons

Des enzymes spécifiques de la chaîne de transport d'électrons ne sont pas affectées par la rétro-inhibition, mais le taux de transport d'électrons à travers la voie est affecté par les niveaux d'ADP et d'ATP. Une plus grande consommation d'ATP par une cellule est indiquée par une accumulation d'ADP. À mesure que l'utilisation d'ATP diminue, la concentration d'ADP diminue et maintenant, l'ATP commence à s'accumuler dans la cellule. This change in the relative concentration of ADP to ATP triggers the cell to slow down the electron transport chain.

Lien vers l'apprentissage

Visitez ce site pour voir une animation de la chaîne de transport d'électrons et de la synthèse d'ATP.

  1. A hydrogen ion gradient across the membrane establishes a concentration gradient and not an electrical gradient, thus assisting during the electron transport chain.
  2. A hydrogen ion gradient is established by pumping hydrogen ions across the membrane from the matrix in the intermembrane space. Its uneven distribution across the membrane establishes both concentration and electrical gradients.
  3. A hydrogen ion gradient is established by pumping hydrogen ions across the membrane from the intermembrane space into the matrix and its uneven distribution across the membrane establishes concentration and electrical gradients.
  4. Hydrogen ions are present in the intermembrane space from the beginning and results in the formation of gradients necessary for the function of ATP synthase.

For a summary of feedback controls in cellular respiration, see Table 7.1.

Sentier Enzyme affecté Niveaux élevés d'effecteur Effet sur l'activité de la voie
glycolyse hexokinase glucose-6-phosphate diminuer
phosphofructokinase charge de basse énergie (ATP, AMP), fructose-6-phosphate via fructose-2,6-bisphosphate augmenter
charge à haute énergie (ATP, AMP), citrate, pH acide diminuer
pyruvate kinase fructose-1,6-bisphosphate augmenter
charge de haute énergie (ATP, AMP), alanine diminuer
conversion du pyruvate en acétyl CoA pyruvate déshydrogénase ADP, pyruvate augmenter
acétyl CoA, ATP, NADH diminuer
le cycle de l'acide citrique isocitrate dehydrogenase ADP augmenter
ATP, NADH diminuer
??-cétoglutarate déshydrogénase Ions calcium, ADP augmenter
ATP, NADH, succinyl CoA diminuer
chaîne de transport d'électrons ADP augmenter
ATP diminuer

Connexion science-pratique pour les cours AP®

Pensez-y

Phosphofructokinase is a key enzyme in glycolysis. High levels of ATP or citrate or low pH can decrease the enzyme’s activity. Explain why this is beneficial to the cell.

Soutien aux enseignants

This question is an application of Learning Objective 2.16 and Science Practice 7.1 and Learning Objective 2.17 and Science Practice 5.3 because students are connecting changes in concentrations of key molecules (ATP and citrate) and a change in an environmental variable (pH) to the regulation of glycolysis via negative feedback.

Possible answer:

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    • Auteurs : Julianne Zedalis, John Eggebrecht
    • Éditeur/site Web : OpenStax
    • Titre du livre : Biologie pour les cours AP®
    • Date de parution : 8 mars 2018
    • Lieu : Houston, Texas
    • URL du livre : https://openstax.org/books/biology-ap-courses/pages/1-introduction
    • Section URL: https://openstax.org/books/biology-ap-courses/pages/7-7-regulation-of-cellular-respiration

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    ATP Yield

    The number of ATP molecules generated from the catabolism of glucose varies. For example, the number of hydrogen ions that the electron transport chain complexes can pump through the membrane varies between species. Another source of variance stems from the shuttle of electrons across the membranes of the mitochondria. (The NADH generated from glycolysis cannot easily enter mitochondria.) Thus, electrons are picked up on the inside of mitochondria by either NAD + or FAD + . As you have learned earlier, these FAD + molecules can transport fewer ions consequently, fewer ATP molecules are generated when FAD + acts as a carrier. NAD + is used as the electron transporter in the liver and FAD + acts in the brain.

    Another factor that affects the yield of ATP molecules generated from glucose is the fact that intermediate compounds in these pathways are used for other purposes. Glucose catabolism connects with the pathways that build or break down all other biochemical compounds in cells, and the result is somewhat messier than the ideal situations described thus far. For example, sugars other than glucose are fed into the glycolytic pathway for energy extraction. Moreover, the five-carbon sugars that form nucleic acids are made from intermediates in glycolysis. Certain nonessential amino acids can be made from intermediates of both glycolysis and the citric acid cycle. Lipids, such as cholesterol and triglycerides, are also made from intermediates in these pathways, and both amino acids and triglycerides are broken down for energy through these pathways. Overall, in living systems, these pathways of glucose catabolism extract about 34 percent of the energy contained in glucose.


    Overcoming Energetic Barriers

    La réduction du CO2 with H2 or with CO as reductant is energetically limited and currently only two products, ethanol and acetate can be produced with high titers on an industrial scale (Daniell et al., 2012 Bengelsdorf et al., 2018). As outlined above, ethanol formation from H2 + CO2 passant par acetyl-CoA to acetaldehyde and ethanol requires the net input of ATP and should not be possible with high specificity. However, it is possible in some species, and these species have an enzyme that activates acetate (ΔG 0′ = �.4 kJ/mol) with reduced ferredoxin as electron donor, the aldehyde:ferredoxin oxidoreductase (AOR) (White et al., 1989 Chan et al., 1995 Heider et al., 1995 Nissen and Basen, 2019). Therefore, ethanol formation still includes the acetate kinase reaction. Although additional reduced ferredoxin is required as driving force and thus missing as driving force for ATP synthesis, the overall process yields 1.2 ATP/mol ethanol. Acetogens like A. woodii that do not have an AOR do not produce ethanol from H2 + CO2, but with the advent of genetic methods in acetogens, implementing an AOR into the acetogenic metabolism would be the first choice to increase the energetics and overcome the energetic barrier to acetyl-CoA formation. En revanche, C. autoethanogenum produces ethanol from H2 + CO2 (Mock et al., 2015 Liew et al., 2017). The importance of AOR enzymes for higher ethanol production rates were shown, for example, in Pyrococcus furiosus ou C. authoethanogenum (Basen et al., 2014 Liew et al., 2017). An engineered P. furiosus strain converted glucose to ethanol passant par acetate and acetaldehyde, catalyzed by the host-encoded aldehyde ferredoxin oxidoreductase (AOR) and heterologously expressed AdhA, in an energy-conserving, redox-balanced pathway (Basen et al., 2014 Müller, 2014). Implementing an indirect ethanol pathway by deletion of AdhE in the genome of C. authoethanogenum shifted the conversion of acetate to acetaldehyde passant par AOR (Liew et al., 2017). Using this strategy the generated strains produced up to 180% more ethanol and also accumulated up to 38% less of acetate. The first heterologous AOR production in an acetogenic bacterium was recently described for Clostidium carboxidivorans (Cheng et al., 2019). A plasmid-based implementation of the AOR genes lead to higher ethanol production rates during growth on glucose. Furthermore strains overexpressing AOR showed CO2 re-assimilation during heterotrophic growth on glucose (Cheng et al., 2019). However, the selectivity of AORs to reduce short chain fatty acids, like acetate, can also easily be achieved with simple changes in growth conditions (Abubackar et al., 2015 Mock et al., 2015 Martin et al., 2016 Richter et al., 2016a,b). For syngas-fermenting bacteria, that are using the AOR-ADH pathway, solventogenesis (alcohol production) occurs preferably when growth is limited due to nutrient limitations or at low pH (Daniell et al., 2012 Abubackar et al., 2015 Mock et al., 2015 Al-Shorgani et al., 2018). For example, results from bioreactor studies with continuous CO supply revealed that the shift from high to low pH values improves ethanol production by C. autoethanogenum without any accumulation of acetic acid (Abubackar et al., 2015). Low pH is therefore not only beneficial for ethanol production passant par syngas fermentation, but also an effective method for decreasing acetate concentration in the fermentation broth (Abubackar et al., 2015 Martin et al., 2016 Richter et al., 2016a).

    The same principle would also apply to other alcohols. Butanol is an interesting biofuel and can be produced by acetogens from the condensation of two mol acetyl-CoA to acetoacetyl-CoA followed by a reduction to butyryl-CoA, via a series of reactions known from fatty acid oxidation (see above) (Dürre, 2007 Köpke et al., 2011c). Butyryl-CoA can be either oxidized to butyrate giving one ATP or reduced to butanol without the production of an ATP. In this pathway, the acetate kinase-produced ATP's (2 molecules) are missing and although one ATP is gained by the butyrate kinase, the overall ATP gain is negative and butyrate cannot be produced from H2 + CO2. With CO as substrate the energetics are a bit better. The oxidation of CO is coupled to more ferredoxin reduction, which can be used as driving force to produce additional ATP. But butanol is not produced for energetic reasons, since a redirection of butyryl-CoA to butanol results in a loss of another ATP. Here, implementation of an AOR by genetic engineering would bring the energetics over the hurdle to produce butanol (Ni et al., 2012 Perez et al., 2013). AORs so far characterized are rather unspecific and can oxidize chain aldehydes (e.g., formaldehyde, acetaldehyde, crotonaldehyde), branched chain aldehydes (e.g., isovalerylaldehyde) as well as aromatic aldehydes (phenylacetaldehyde, benzaldehyde) or reduce acetate and butyrate (Nissen and Basen, 2019). The specificity and efficiency of the AOR could be improved by directed evolution (Turner, 2003 Dalby, 2011).

    As outlined above, energy conservation during acetogenesis from H2 + CO2 involves substrate level phosphorylation as well as electron transport phosphorylation. The former yields one ATP per acetate, the latter much less, in the order of 0.3 and less per mol of acetate. So far, every acetogen examined has only one of the two respiratory enzymes, Ech (Schoelmerich and Müller, 2019) or Rnf (Biegel et al., 2011). Interestingly, Ech complexes have thus far only been found in thermophilic species (Schoelmerich and Müller, 2019). One idea to improve the energetics is to implement by genetic engineering an Ech complex into A. woodii, C. autoethanogenum or others, but this requires an Ech complex from a mesophilic bacterium. Fortunately, Ech-containing mesophilic anaerobes do exist, for example in the Butyrivrio clade (Figure 7 Hackmann and Firkins, 2015 Schoelmerich et al., 2020). Currently, it is tested whether these can be functionally produced in A. woodii. Another obstacle is that A. woodii uses Na + as coupling ion for the ATP synthase and the Rnf complex (Hess et al., 2013b Matthies et al., 2014) ideally, the Ech complex implemented should also translocate Na + but so far, the ion specificity of these Ech complexes as well as others is not known, simply due to the fact that they have never been purified and reconstituted into liposomes. However, even if an Ech complex is a proton and not a sodium ion pump, the proton gradient established would be converted to a Na + gradient by a Na + /H + antiporter present in A. woodii (Biegel and Müller, 2011). The same principle could be used vice versa, but this would require a thermophilic Rnf complex, for example from Thermotoga maritima (Kuhns et al., 2020).

    Figure 7. Ech gene-cluster of representative mesophilic anaerobes. Ech genes are highly distributed in the mesophilic Butyrivibrio clade. Typical anaerobes are for example Pseudobutyrivibrio ruminis, Butyrivibrio proteoclasticus, Pseudobutyrivibrio xylanivorans ou Butyrivibrio fibrisolvens. Here shown are the Ech gene-cluster-comparison against representative archea M. mazei et M. barkeri. Ech gene-cluster of mesophilic anaerobes show similar genetic organization.

    Membrane-bound cytochromes are well-known electron carriers in membrane-bound electron transport chains their presence would immediately suggest an electron transport chain and electron transport phosphorylation in the organism they have been discovered in (Gottwald et al., 1975 Das et al., 1989 Das and Ljungdahl, 2003). Methanogenic archaea also use the Wood-Ljungdahl pathway for CO2 fixation and methane formation but how this is coupled to energy conservation has been hotly debated a while ago (Blaut and Gottschalk, 1984 Lancaster, 1989). Some favored substrate level phosphorylation by an unknown reaction in the WLP, other some sort of to be discovered electron transport phosphorylation. The discovery of b559-type cytochromes in M. barkeri in 1979 by Kühn and Gottschalk was a ground-breaking study that excited the entire field and paved the road to the discovery of electron transport phosphorylation in this model methanogen (Kühn et al., 1979 Blaut and Gottschalk, 1984). Later, methanophenazine (Abken et al., 1998) was found as additional electron carrier in these cells and the heterodisulfide reductase as electron acceptor (Bäumer et al., 1998). Now, different electron transport chains with different electron input modules in different methanogens are well-established (Deppenmeier, 2002 Schlegel and Müller, 2013 Welte and Deppenmeier, 2014). In this historic context was the discovery of b-type cytochromes in M. thermoacetica in 1975 by Gottwald et al. That was immediately taken as indication for cytochrome-dependent electron transport chain as part of a chemiosmotic mechanism of ATP synthesis. Later, reduction of cytochromes as well as the concomitant generation of a membrane potential in vesicles of C. thermoautotrophicum was detected (Hugenholtz and Ljungdahl, 1989). The most conclusive evidence that the cytochromes are involved in coupling the WLP to energy conservation was presented by Kamlage and Blaut (1993). By showing that a cytochrome-deficient mutant was no longer able to oxidize methyl groups to CO2 or reduce CO2 to the level of a methyl group, they laid the foundation that cytochromes are involved as electron carriers in the methylene-THF reductase, a reaction that was already postulated in 1977 by Thauer et al. (1977) to be the most likely energy conserving site since reduction of methylene-THF to Methyl-THF (ΔG 0′ = �.1 kJ/mol) with NAD + as reductant is the most exergonic of the pathway. An involvement of cytochromes in CO2 reduction is also supported by the finding that nitrate, an alternative electron acceptor in M. thermoacetica, represses the synthesis of the b-type cytochrome (Fröstl et al., 1996 Arendsen et al., 1999). An involvement of cytochromes in the methylene-THF reductase reaction was also very recently speculated by Keller et al. (2019) for Thermacetogenium phaeum. However, it is far from being settled whether or not there is indeed a third, cytochrome-dependent respiratory chain in addition to Ech- and Rnf-containing respiratory chains in acetogens. This must be addressed in future studies using the genetic tools that have been developed. However, it should be noted that Rnf- and Ech-acetogens such as A. woodii et T. kivui do not have cytochromes (Müller, 2003). Others seem to have Rnf plus cytochromes such as Sporomusa (Kamlage et al., 1993 Poehlein et al., 2013) or Clostridium aceticum (Poehlein et al., 2015) or Ech plus cytochromes such as M. thermoacetica (Gottwald et al., 1975 Pierce et al., 2008). Important for the context here is, that the current industrially relevant cells do not have cytochromes. However, implementing cytochromes by genetic engineering is not an easy task since a rather extensive biogenesis machinery as well as genes encoding biosynthesis of quinones are required (Thöny-Meyer, 1997).

    In addition to CO2, some acetogens can reduce a number of alternative substrates such as pyruvate (Misoph and Drake, 1996), fumarate (Dorn et al., 1978 Matthies et al., 1993), aromatic acrylates (Bache and Pfennig, 1981 Tschech and Pfennig, 1984 Misoph et al., 1996), inorganic sulfur compounds (Beaty and Ljungdahl, 1990, 1991 Hattori et al., 2000), and nitrate or nitrite (Seifritz et al., 1993, 2003 Fröstl et al., 1996 Arendsen et al., 1999). For industrial applications, the electron acceptor would have to be added as well as the product removed from the fermenter, thus raising the costs of operation and the price of the product. Of these alternative electron acceptors, the use of aromatic acrylates, nitrate and nitrite have been studied to some extent (Bache and Pfennig, 1981 Tschech and Pfennig, 1984 Seifritz et al., 1993, 2003 Fröstl et al., 1996 Arendsen et al., 1999). Aromatic acrylates such as caffeate are reduced by A. woodii simultaneously with CO2 when H2 or fructose is the electron donor, or sequential with CO2 first, when methanol is the electron donor (Dilling et al., 2007). Caffeate respiration is linked to energy conservation passant par Rnf and ATP synthase and co-utilization of caffeate and CO2 would enhance the ATP level (Imkamp and Müller, 2002 Hess et al., 2013a). However, caffeate is rather toxic and cells do not tolerate more than ~ 5 mM (Parke and Ornston, 2004), which, in addition to the costs, makes the approach economically less favorable. Nitrate is rather inexpensive but the effect of nitrate is discussed very controversially. Under heterotrophic conditions, nitrate is stimulatory but lithotrophic growth of M. thermoacetica is inhibited (Seifritz et al., 2002). The basis for this inhibition remains to be elucidated, one study argues that the activity of enzymes of the WLP is not altered but only cytochromes disappear (Fröstl et al., 1996) whereas the other argues that also the activities of key enzymes are down regulated by nitrate (Arendsen et al., 1999). Mechanistically, it is not known whether nitrate reduction is coupled to energy conservation passant par a nitrate-dependent ion-motive respiratory chain or whether the presence of nitrate redirects electrons to the Rnf- and Ech-complexes thus providing more fuel for chemiosmotic ATP synthesis. En revanche, C. ljungdahlii co-utilized CO2 and nitrate and this enhanced biomass formation from H2 + CO2 (Emerson et al., 2019). Unfortunately, ethanol production from H2 + CO2 was strongly inhibited by nitrate, indicating that the electron from acetyl-CoA reduction to ethanol goes to nitrate. However, in pH-controlled bioreactors nitrate improved growth and ethanol formation but resulted in stochastic inhibition events (Klask et al., 2020). Clearly, more basic research has to be done on nitrate reduction and its possible coupling to energy conservation and in addition, one has to remember that nitrate reduction is only observed in a few species and, for example, not in A. woodii.

    So far, we have discussed alterations in the pathway of carbon and electrons in acetogenesis from H2 + CO2 or CO to increase chemiosmotic ATP synthesis. An alternative is to bring in a reaction (sequence) that is coupled to substrate level phosphorylation. To phosphorylate ADP the reaction must have a phosphoryl group transfer potential that is more negative than �.8 kJ/mol (Thauer et al., 1977). This restricts the reactions to only a few: