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Chiasmates et adaptation


On sait que lors du croisement de la méiose II, certaines portions du chromosome paternel se recombinent avec le chromosome maternel le long des chiasmas. Et le nombre de chiasmata varie.

Ma question est la suivante : si le croisement est responsable de la variation génétique, alors le nombre de chiasmata augmente-t-il dans le même chromosome de la même espèce pour le bien de la survie de l'espèce ? Et si oui, quels facteurs contribuent à augmenter ce nombre ?


Le nombre d'événements de recombinaison (chiasmata) varie considérablement d'une espèce à l'autre.

Il est également peu probable que ce nombre ait une relation universelle avec la sélection, bien que pour des cas spécifiques, il ait été démontré que la sélection peut changer la fréquence de recombinaison.

Pour plus d'informations sur les processus contrôlant cela dans les espèces actuelles et les mécanismes inférés entraînant la variation entre les espèces de la fréquence de recombinaison, vous pouvez consulter cet article.


Le processus de la méiose

La reproduction sexuée nécessite la fécondation, l'union de deux cellules de deux organismes individuels. Si ces deux cellules contiennent chacune un jeu de chromosomes, alors la cellule résultante contient deux jeux de chromosomes. Les cellules haploïdes contiennent un ensemble de chromosomes. Les cellules contenant deux ensembles de chromosomes sont appelées diploïdes. Le nombre d'ensembles de chromosomes dans une cellule est appelé son niveau de ploïdie. Si le cycle de reproduction doit se poursuivre, la cellule diploïde doit d'une manière ou d'une autre réduire son nombre d'ensembles de chromosomes avant que la fécondation puisse à nouveau se produire, ou il y aura un doublement continuel du nombre d'ensembles de chromosomes à chaque génération. Ainsi, en plus de la fécondation, la reproduction sexuée comprend une division nucléaire qui réduit le nombre de jeux de chromosomes.

La plupart des animaux et des plantes sont diploïdes, contenant deux ensembles de chromosomes. Dans chaque cellule somatique de l'organisme (toutes les cellules d'un organisme multicellulaire à l'exception des gamètes ou cellules reproductrices), le noyau contient deux copies de chaque chromosome, appelées chromosomes homologues. Les cellules somatiques sont parfois appelées cellules « corps ». Les chromosomes homologues sont des paires appariées contenant les mêmes gènes à des emplacements identiques le long de leur longueur. Les organismes diploïdes héritent d'une copie de chaque chromosome homologue de chaque parent ensemble, ils sont considérés comme un ensemble complet de chromosomes. Les cellules haploïdes, contenant une seule copie de chaque chromosome homologue, ne se trouvent que dans des structures qui donnent naissance soit à des gamètes, soit à des spores. Les spores sont des cellules haploïdes qui peuvent produire un organisme haploïde ou peuvent fusionner avec une autre spore pour former une cellule diploïde. Tous les animaux et la plupart des plantes produisent des œufs et du sperme ou des gamètes. Certaines plantes et tous les champignons produisent des spores.

La division nucléaire qui forme les cellules haploïdes, appelée méiose, est liée à la mitose. Comme vous l'avez appris, la mitose est la partie d'un cycle de reproduction cellulaire qui aboutit à des noyaux filles identiques qui sont également génétiquement identiques au noyau parent d'origine. Dans la mitose, les noyaux parent et fils sont au même niveau de ploïdie - diploïde pour la plupart des plantes et des animaux. La méiose utilise plusieurs des mêmes mécanismes que la mitose. Cependant, le noyau de départ est toujours diploïde et les noyaux qui résultent d'une division cellulaire méiotique sont haploïdes. Pour obtenir cette réduction du nombre de chromosomes, la méiose consiste en un cycle de duplication chromosomique et deux cycles de division nucléaire. Étant donné que les événements qui se produisent au cours de chacune des étapes de la division sont analogues aux événements de la mitose, les mêmes noms d'étape sont attribués. Cependant, comme il y a deux tours de division, le processus principal et les étapes sont désignés par un « I » ou un « II ». Ainsi, la méiose I est le premier cycle de division méiotique et se compose de la prophase I, de la prométaphase I, etc. La méiose II, dans laquelle le deuxième cycle de division méiotique a lieu, comprend la prophase II, la prométaphase II, etc.


Les chiasmas et le composant kinétochore Dam1 sont cruciaux pour l'élimination des attachements chromosomiques erronés et de l'oscillation du centromère à la méiose I

L'établissement d'attachements chromosomiques appropriés au fuseau nécessite l'élimination des attachements erronés, mais le mécanisme de ce processus n'est pas entièrement compris. Au cours de la méiose I, les chromatides sœurs s'attachent au même pôle du fuseau (attachement mono-orienté), tandis que les chromosomes homologues s'attachent aux pôles opposés (attachement bi-orienté), entraînant une ségrégation des chromosomes homologues. Ici, nous montrons que les chiasmata qui lient les chromosomes homologues et le composant kinétochore Dam1 sont cruciaux pour l'élimination des pièces jointes erronées et l'oscillation des centromères entre les pôles du fuseau à la méiose I chez la levure à fission. Dans les cellules formant le chiasma, Mad2 et la kinase Aurora B, qui donnent du temps pour la correction de l'attachement et déstabilisent les attachements erronés, respectivement, ont provoqué l'élimination des attachements bi-orientés des chromatides sœurs, tandis que dans les cellules dépourvues de chiasma, elles ont provoqué l'élimination des attachements mono-orientés. pièces jointes. Dans les cellules formant le chiasma, en outre, l'oscillation du centromère homologue était coordonnée. De plus, Dam1 a contribué à l'élimination de l'attachement dans les cellules formant et dépourvues de chiasma, et a entraîné l'oscillation du centromère. Ces résultats démontrent que les chiasmes modifient les modèles de correction d'attachement en permettant aux facteurs de correction d'erreur d'éliminer l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs, et suggèrent que Dam1 induit l'élimination des attachements erronés. La contribution fortuite des chiasmata et de Dam1 à l'oscillation du centromère suggère également un lien potentiel entre l'oscillation du centromère et l'élimination de l'attachement.

1. Introduction

Une ségrégation fidèle des chromosomes au cours de la division cellulaire est essentielle pour l'intégrité du génome. Au cours de la division d'une cellule somatique (mitose), les chromosomes dupliqués (chromatides sœurs) s'attachent aux pôles opposés du fuseau (attachement bi-orienté) via des microtubules (MT) et se séparent les uns des autres (ségrégation équationnelle). Une telle division génère deux cellules filles génétiquement identiques (figure 1une, mitose) [2]. En revanche, au cours de la première des deux divisions consécutives d'une cellule germinale (méiose), les chromosomes homologues s'attachent aux pôles opposés et se séparent, conduisant à la génération de gamètes contenant la moitié du nombre original de chromosomes (figure 1une, méiose I).

Figure 1. Les effets de l'altération de la correction d'erreurs sur la ségrégation des chromatides sœurs à la méiose I. (une) L'organisation, l'attachement du fuseau et la ségrégation des chromosomes dans la mitose et la méiose I sont montrés. (b) Hypothèse concernant le rôle du mécanisme de correction d'erreur dans la fixation du fuseau des chromatides sœurs en présence et en l'absence de chiasmata. Cercles en pointillés, pièces jointes corrigées par le mécanisme de correction d'erreurs. (c) Modèles de ségrégation des centromères visualisés par GFP des chromatides sœurs chez les zygotes et pat1 cellules haploïdes. (,e) Fréquences de ségrégation équationnelles à la méiose I dans rec12 + () et rec12Δ cellules (e). (F) Ségrégation équationnelle du chromosome 2 à la méiose I dans pat1 cellules haploïdes. Les pat1 les cellules haploïdes ont été forcées d'entrer en méiose par l'activation de la voie de signalisation des phéromones d'accouplement et l'inactivation subséquente de la kinase Pat1 à la température restrictive, qui sont toutes deux nécessaires à l'induction d'une ségrégation de type réduction des chromatides sœurs dans les cellules haploïdes [1]. Dans (F), la ségrégation chromosomique a été analysée dans plus de 50 cellules, et les barres montrent les moyennes de plus de trois expériences indépendantes. cen1, chromosome 1 cen2, chromosome 2 +, aucune autre mutation. Lignes pointillées dans (,e) distinguer les résultats pour cen1 et cen2. Les barres d'erreur affichent les erreurs standard. *p < 0.05 **p < 0,005 (Étudiant t-test). Analyse statistique de la correction d'erreurs-compétente (+) et de la correction d'erreurs-défectueuse (fou2Δ et arche1-so) sgo1Δ les cellules s'affichent.

Les attachements appropriés sont établis par un processus dynamique [3-6]. Les chromosomes se fixent au fuseau de manière aléatoire via des kinétochores, qui sont des complexes protéiques qui s'assemblent au niveau des centromères [7-9]. Les kinétochores s'attachent initialement aux fuseaux MT sur leur côté latéral, puis à leurs extrémités. Des études récentes ont montré que Ndc80 et les complexes Dam1/DASH (complexe Ska chez les vertébrés) forment des attaches terminales et couplent le désassemblage de la MT au mouvement du centromère. En raison de la nature aléatoire de l'attachement initial, les chromatides sœurs ou les chromosomes homologues s'attachent souvent par erreur au même pôle (attachement mono-orienté) dans la mitose ou la méiose I, respectivement. Ces attachements mono-orientés erronés sont instables et sont finalement éliminés des chromosomes puis répètent les processus d'attachement et de détachement jusqu'à ce qu'ils s'attachent correctement au fuseau. De plus, lors de l'établissement de l'attachement, les centromères se déplacent continuellement entre les pôles du fuseau par les forces générées par le démontage de la MT au niveau des kinétochores [4-6,10]. Cependant, on ne sait pas comment les attachements erronés sont sélectivement éliminés lors de l'oscillation des centromères.

Il est largement admis que l'attachement approprié est établi par la tension [11,12]. Au cours de la mitose, les chromatides sœurs bi-orientées sont attirées vers des pôles opposés et les forces de traction génèrent des tensions car les sœurs sont maintenues ensemble par un complexe protéique appelé cohésine [13]. Dans le modèle actuel, cette tension provoque la stabilisation de l'attache bi-orientée, alors que l'attache mono-orientée sans tension est instable et sujette à élimination. De même, à la méiose I, du fait que les chromosomes homologues sont liés par des produits de recombinaison appelés chiasmata, leur attachement bi-orienté génère une tension censée stabiliser les attachements [2,11,12].

Plusieurs facteurs ont été identifiés comme des composants du mécanisme qui corrige les attachements erronés. Les facteurs de point de contrôle de l'assemblage du fuseau (SAC) inhibent le début de l'anaphase, laissant le temps de corriger les attachements erronés (par exemple [14]), et la kinase Aurora B déstabilise les attachements erronés en phosphorylant les composants du kinétochore, notamment Ndc80 et Dam1 [3,15-17] . De manière constante, l'altération de la voie SAC ou de la kinase Aurora B augmente la fréquence des attachements erronés à la fois dans la mitose et la méiose I [18-26]. L'enrichissement de la kinase Aurora B dans la région du centromère interne, sous le kinétochore externe, suggère que la séparation spatiale dépendante de la tension des kinétochores externes du centromère interne empêche la phosphorylation du kinétochore externe dépendant d'Aurora, stabilisant ainsi les attachements [3,19,27 ].

Bien que la stabilisation dépendante de la tension soit actuellement le modèle largement accepté pour la sélection de l'attachement, elle ne peut pas facilement rendre compte de la sélection de l'attachement à la méiose. À la méiose I, les chromosomes homologues sont attachés aux pôles opposés, tandis que les chromatides sœurs sont attachées au même pôle. L'attachement mono-orienté des chromatides sœurs est également crucial pour la ségrégation des chromosomes homologues. Dans la levure de fission Schizosaccharomyces pombe, les centromères frères sont souvent bi-orientés et subissent un clivage transitoire [28]. Bien que ces attachements soient censés générer des tensions, ils sont finalement éliminés. De plus, dans les ovocytes de souris, l'établissement d'attaches correctes n'est pas corrélé à la tension générée au niveau des kinétochores de plus, la tension ne semble pas provoquer de séparation spatiale des kinétochores de la région enrichie d'Aurora [20]. Ainsi, la sélection d'attachement à la méiose I est encore énigmatique.

À la méiose I, les chiasmes sont cruciaux pour l'attachement bi-orienté des chromosomes homologues. Cependant, nous avons signalé précédemment que dans S. pombe, les chiasmes contribuent également à l'attachement mono-orienté des chromatides sœurs en empêchant leur attachement bi-orienté [28]. On ne sait toujours pas comment les chiasmes empêchent l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs. Ici, nous avons examiné plus en détail la prévention dépendante du chiasma de l'attachement bi-orienté et avons constaté que les chiasmas permettaient aux facteurs de correction d'erreur d'éliminer l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs et l'oscillation du centromère homologue coordonné. De plus, nous avons constaté que la protéine kinétochore Dam1 contribuait à la correction de l'attachement et était essentielle à l'oscillation du centromère. Ces résultats démontrent l'importance de l'organisation chromosomique et de l'activité du kinétochore dans l'élimination des attachements erronés et révèlent un lien potentiel entre l'oscillation du centromère et l'élimination des attachements.

2. Résultats

2.1. Les chiasmes modifient les effets du mécanisme de correction d'erreurs sur la ségrégation des chromatides sœurs

Nous avons précédemment rapporté que les chromatides sœurs s'attachent fréquemment aux pôles opposés du fuseau et que les chiasmas empêchent ces attachements [28]. Nous avons émis l'hypothèse que les chiasmas modifient les types d'attachement qui sont éliminés par le mécanisme de correction d'erreur de telle sorte qu'en présence de chiasmata, le mécanisme élimine sélectivement l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs, conservant ainsi l'attachement mono-orienté contrairement à la situation de la mitose. (Figure 1b, avec chiasmata). Si tel est le cas, une altération du mécanisme de correction d'erreur devrait augmenter la fréquence d'attachement bi-orienté dans les cellules formant le chiasma en raison d'une élimination défectueuse. Inversement, dans les cellules dépourvues de chiasmata, le mécanisme de correction d'erreur éliminerait sélectivement l'attachement mono-orienté des chromatides sœurs, comme dans la mitose (figure 1b, sans chiasmata), et les troubles de la correction d'erreur devraient augmenter leur attachement mono-orienté.

Pour tester cette idée, nous avons compromis le mécanisme de correction d'erreur et évalué les attachements de fuseau des chromatides sœurs dans les cellules formant et dépourvues de chiasma. Pour compromettre le mécanisme de correction d'erreur, nous avons introduit le fou2Δ mutation ou la arche1-so mutation, qui réprime l'expression méiotique de la arche1 gène qui code pour la kinase Aurora B de levure à fission [25]. Les fou2Δ On pense que la mutation réduit le temps disponible pour corriger les attachements incorrects en compromettant la voie SAC, alors que la arche1-so la mutation altère l'élimination de l'attachement et empêche l'activation du SAC. Pour évaluer les attachements, nous avons examiné la ségrégation des chromatides sœurs en visualisant le locus centromère-proximal de l'un des homologues du chromosome 1 (cen1) ou 2 (cen2) en utilisant le système de reconnaissance lacI/lacO (figure 1c) [1,29]. Dans cette analyse, nous avons supprimé le sgo1 gène, qui code l'une des deux protéines Shugoshin de la levure à fission qui fonctionne spécifiquement comme un protecteur de la cohésion du centromère pendant la méiose et empêche la séparation des chromatides sœurs attachées aux pôles opposés [28,30-33].

La ségrégation des chromatides sœurs aux pôles opposés (ségrégation équationnelle) était très rare dans tous les types de cellules dans le sgo1 + fond (figure 1), confirmant que Sgo1 empêche la séparation des chromatides sœurs [28,31,32]. En revanche, dans le sgo1Δ fond, bien que la ségrégation équationnelle était rare dans les cellules formant le chiasma (figure 1), elle était très fréquente chez les diploïdes rec12Δ [28], qui ne forment pas de chiasmata en raison de l'absence de Rec12 (un homologue de Spo11 chez la levure à fission), facteur nécessaire à la formation de cassures double brin de l'ADN (figure 1e, +) [34]. La ségrégation équationnelle fréquente n'a pas été causée par une perte des fonctions Rec12, comme démontré par l'observation que la ségrégation équationnelle était également fréquente dans les cellules méiotiques haploïdes, qui ne forment pas de chiasmata (figure 1c et F, +) [28]. Surtout, dans le sgo1Δ contexte, introduction de la fou2Δ ou arche1-so mutation a significativement augmenté les pourcentages de ségrégation équationnelle dans les cellules diploïdes formant le chiasma (figure 1), mais a diminué les pourcentages de ségrégation chez les diploïdes dépourvus de chiasma rec12Δ (Figure 1e) ou des cellules méiotiques haploïdes (figure 1F). Ces résultats indiquent que le mécanisme de correction d'erreur diminue l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs en présence de chiasmata, mais augmente à l'inverse l'attachement bi-orienté (diminuant ainsi l'attachement mono-orienté) en l'absence de chiasmata. Dans notre étude précédente, les fréquences de ségrégation équationnelles de cen1 étaient un peu plus élevés dans le rec12Δ contexte [28], bien que la raison en soit inconnue. Cependant, le fou2Δ la mutation a diminué de manière similaire la ségrégation équationnelle, ce qui est cohérent avec nos résultats actuels.

2.2. Les chiasmes modifient les effets du mécanisme de correction d'erreurs sur la division du centromère sœur en métaphase

Nous avons ensuite cherché à évaluer l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs de manière plus directe en examinant la division transitoire des centromères sœurs, résultat probable de leur attachement bi-orienté, qui se produit souvent indépendamment de la formation de chiasma [28]. Pour évaluer avec précision la division du centromère frère pendant la métaphase, nous avons spécifié le stade de la métaphase en visualisant S. pombe securin Cut2, un marqueur biochimique du stade pré-anaphase qui se localise au niveau du fuseau prométa/métaphase (figure 2une) [35]. De plus, pour suivre la dynamique fine du centromère, nous avons déterminé les positions tridimensionnelles de cen2 sur le fuseau à haute résolution temporelle en acquérant des images de cen2 et le corps polaire du fuseau (SPB le centrosome fongique) dans plusieurs plans focaux différents toutes les 3 s environ (figure 2b). Nous avons visualisé le SPB à l'aide d'un composant SPB marqué GFP, Sid4 (Sid4-GFP) [36], mais avons laissé une copie de Sid4 non marquée dans les cellules diploïdes car dans nos analyses de cellules vivantes, les cellules contenant deux copies de Sid4 marqué GFP présentaient une forte fréquences de ségrégation équationnelle des chromatides sœurs même dans le sgo1 + bruit de fond (données non présentées), qui résultait probablement d'une altération de la fonction de Sid4 dans la régulation de la sortie de l'anaphase [37,38].Le fait de laisser une copie de Sid4 non marqué a largement éliminé les anomalies de ségrégation, comme le montrent les schémas de ségrégation des chromatides sœurs dans les cellules contenant une copie de Sid4 non marqué, qui étaient similaires à ceux observés dans les cellules dépourvues de marquage Sid4 (matériel électronique supplémentaire, figure S1).

Figure 2. Dynamique du centromère et du SPB à la métaphase I. (une) Localisation des centromères et SPB visualisés par GFP et Cut2 visualisé par RFP à la métaphase I (à gauche), et une image agrandie des centromères et des SPB (à droite), illustrée par la case blanche dans l'image de gauche. Barres, 2 µm. (b) Centromère et dynamique SPB à la métaphase I dans les cellules de type sauvage. Les images de projection maximale des centromères et des SPB prises toutes les 3 s environ ont été disposées de gauche à droite. Les pointes de flèches indiquent la division des centromères frères. Barre, 2 µm. (c) Modifications des positions du centromère et du SPB à la métaphase I dans diverses cellules. Les images de gauche montrent le kymographe des centromères (cen2) et les SPB et les graphiques de droite montrent les changements dans les distances centromère-SPB et SPB-SPB. Les barres verticales et horizontales des kymographes indiquent respectivement 2 µm et 30 s. Les flèches indiquent la co-localisation des centromères avec le SPB. () Fréquences moyennes d'observation de la division du centromère par centromère obtenues par la méthode du bootstrap. Le graphique montre les fréquences moyennes par centromère. La ligne pointillée distingue les résultats de rec12 + et rec12Δ cellules. Les nombres entre parenthèses en haut du graphique indiquent le nombre de centromères examinés. Les barres d'erreur indiquent des intervalles de confiance à 95 %. *p < 0.05 **p < 0.01 (Analyse bootstrap étudiée). n.s., non significatif. p- les valeurs > 0,05 et inférieures à 0,1 sont indiquées entre parenthèses.

Au cours de la métaphase I, les centromères ont oscillé entre les pôles du fuseau à la fois dans le type sauvage formant le chiasma et dans celui dépourvu de chiasma. rec12Δ cellules diploïdes, comme indiqué précédemment (figure 2c matériel électronique supplémentaire, films S1 et S2) [28]. Dans les deux types de cellules, les centromères sœurs ont souvent subi une division transitoire, confirmant notre conclusion précédente selon laquelle l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs se produit indépendamment de la formation de chiasma (figure 2avant JC) [28]. Les fréquences de dédoublement du centromère frère variaient (matériel électronique supplémentaire, figure S2A), mais les fréquences moyennes de dédoublement par centromère obtenues par la méthode du bootstrap étaient significativement plus élevées dans rec12Δ cellules que dans rec12 + cellules (la différence était également significative dans les t-test, p < 0.01 chiffre 2, +). Dans notre rapport précédent, les fréquences de division moyennes n'étaient pas significativement différentes [28] cet écart peut être dû à la présence d'une copie non étiquetée de Sid4 dans cette étude. La fréquence élevée de la division du centromère sœur dans les cellules dépourvues de chiasma confirme que les chiasmes empêchent l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs.

Dans ark1-so rec12 + cellules, la fréquence de division moyenne était significativement plus élevée que dans rec12 + cellules, soutenant l'idée que l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs a été augmenté dans ces cellules (figure 2). De plus, bien que les différences ne soient pas significatives dans d'autres fou2Δ ou arche1-so cellules, les fréquences de division moyennes avaient tendance à être plus élevées dans les rec12 + arrière-plan et plus bas dans le rec12Δ arrière-plan (figure 2 matériel électronique supplémentaire, films S3–S6). Ces tendances étaient cohérentes avec l'idée que lorsque le mécanisme de correction d'erreur est altéré, l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs augmente dans les cellules formant le chiasma, mais diminue à l'inverse dans les cellules dépourvues de chiasma. Le mécanisme entraînant le mouvement du centromère est intact dans ces cellules mutantes, comme le démontre l'absence de différences significatives dans les vitesses moyennes des centromères, les écarts types moyens des positions des centromères et les tracés du déplacement quadratique moyen (MSD) des centromères (matériel électronique supplémentaire , figure S2B–D).

Un support supplémentaire pour une fréquence plus élevée d'attachement bi-orienté des chromatides sœurs dans les cellules formant des chiasmas, défectueuses à la correction d'erreurs, est venu d'une analyse des positions des centromères homologues (figure 3une). Dans les cellules de type sauvage, les centromères homologues étaient positionnés pour la plupart presque parallèlement à l'axe du fuseau (à des angles inférieurs à 10° par rapport à l'axe du fuseau), alors que dans fou2Δ ou arche1-so cellules, leurs positions étaient souvent inclinées et non parallèles (supérieures ou égales à 10° figure 3b). De plus, les centromères homologues avaient tendance à être positionnés plus près, comme en témoigne une réduction des distances moyennes des centromères homologues (figure 3avant JC). Notamment, la colocalisation du centromère homologue a été observée pendant 9,2 % du temps d'observation total dans arche1-so mais n'a jamais été observé dans les cellules de type sauvage (figure 3 matériel électronique supplémentaire, tableau S1). Ces phénotypes indiquent une réduction des forces opposées vers les pôles exercées sur les centromères homologues, ce qui reflète probablement une augmentation de la fréquence d'attachement bi-orienté des chromatides sœurs. À l'appui de ce point de vue, les centromères homologues ont parfois changé de position par rapport au SPB en oscillant indépendamment les uns des autres dans arche1-so cellules (6 commutations pendant 1643 s d'observation) (figure 3 matériel électronique supplémentaire, tableau S1), indiquant l'exercice direct de forces opposées sur chacun des centromères homologues.

Figure 3. Angles et distances des centromères homologues et séparation des angles des centromères frères. (une) Angle des centromères homologues par rapport au fuseau et la distance entre eux. La photo montre l'image représentative des centromères homologues inclinés. Les lignes pointillées blanches et rouges sur la photo montrent les axes du fuseau et des centromères homologues, respectivement. (b) Distribution des angles des centromères homologues par rapport au fuseau (graphiques du haut) et tracés 2D des angles moyens et des distances des centromères homologues dans chaque cellule (graphiques du bas). (c) Moyennes des distances moyennes entre centromères homologues par cellule. Les barres indiquent les moyennes des distances moyennes dans chaque cellule. Les dessins montrent la relation prédite entre les attachements et la distance du centromère homologue. Les flèches noires indiquent les forces exercées sur les chromosomes. *p < 0.05 (Étudiant t-test). n.s., non significatif (le nombre entre parenthèses indique p-valeur). Les nombres entre parenthèses en haut du graphique indiquent le nombre de cellules examinées. Les barres d'erreur indiquent les erreurs standard. () Colocalisation et commutation de position des centromères homologues dans arche1-so cellules. Les photos montrent des kymographes de centromères homologues (cen2) et les SPB. Le carré pointillé rouge sur la photo de gauche indique la colocalisation des centromères. Les flèches rouges sur la photo de droite montrent la commutation des positions des centromères homologues par rapport aux SPB. Barre horizontale : 30 s barre verticale : 1 µm. Notez que SPB#2 était flou vers la fin de l'observation sur la photo de droite. (e) Angle de division des centromères frères et distance entre eux. L'image montre la division des centromères sœurs (pointes de flèche) et les SPB. Les lignes pointillées indiquent les axes du fuseau (blanc) et les centromères de division (jaune et rouge). Barre, 1 µm. Le dessin du haut montre l'angle des centromères de division par rapport à l'axe de la broche, '??'. Le dessin inférieur montre les attachements MT prédits des centromères frères de division inclinés. (F) Distribution des angles de fractionnement des centromères frères. (g) Inclinaison accrue des centromères frères en division dans arche1-so cellules. Barres vertes : 0° ≤ ?? < 20° barres brunes : 20° ≤ ?? < 60° barres bleues : 60° ≤ ?? 90°. +, pas d'autres mutations. Soixante, 58, 132, 169, 22 et 109 centromères sœurs en division ont été examinés dans le type sauvage, mad2Δ, ark1-so, rec12Δ, mad2Δ rec12Δ et ark1-so rec12Δ cellules, respectivement.

En plus de ces résultats, l'analyse des positions des centromères sœurs en division a soulevé la possibilité qu'en plus des chromatides sœurs, une seule chromatide soit souvent attachée aux deux pôles. Nous avons noté que les centromères frères de division étaient fréquemment inclinés dans une variété de directions, parfois presque perpendiculaires à l'axe du fuseau dans les deux rec12 + et rec12Δ cellules (figure 3par exemple matériel électronique supplémentaire, figure S3), suggérant que les fixations fusiformes de ces centromères sont fréquemment différentes de la simple fixation bi-orientée. Présentation de la arche1-so la mutation a augmenté la proportion de centromères frères en division qui s'inclinaient vers un angle perpendiculaire par rapport à l'axe du fuseau dans les deux rec12 + et rec12Δ cellules (figure 3f, g matériel électronique supplémentaire, figure S3), suggérant que le mécanisme de correction d'erreur contribue à l'élimination de ces attachements indépendamment de la formation de chiasma. Compte tenu de la corrélation entre le positionnement incliné des centromères homologues et l'attachement bi-orienté des centromères frères, les positions inclinées des centromères frères en division reflétaient probablement les attachements bi-orientés d'un seul centromère (attachement mérotélique) ainsi que l'attachement bi-orienté des centromères frères (figure 3e, dessin du bas).

Considérant tous ces résultats ensemble, nous avons conclu que les chiasmes modifient les modèles de correction d'attachement en permettant aux facteurs de correction d'erreur d'éliminer l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs.

2.3. Oscillation du centromère homologue coordonné par les chiasmas

Étant donné que les attachements sans tension sont censés être éliminés par les facteurs de correction d'erreur, nous avons cherché à déterminer si les chiasmas diminuent la tension entre les centromères frères en mesurant les distances entre les centromères projetées sur l'axe de la broche, qui reflètent probablement la tension générée par les forces de traction vers les pôles (système électronique supplémentaire matériel, figures S3 et S4). Les distances projetées dans les cellules de type sauvage ont révélé deux groupes de distribution distincts qui couvraient des plages de distances distinctes, tandis que les distances dans rec12Δ les cellules ont révélé un seul groupe de distribution (matériel électronique supplémentaire, figure S4C). Le groupe de distribution qui couvrait la plage de distance la plus longue dans les cellules de type sauvage provenait principalement d'un ensemble de données d'une seule cellule illustrée à la figure 2 (matériel électronique supplémentaire, figure S4C, WT w/o). Indépendamment de la présence ou de l'absence de cet ensemble de données particulier, cependant, la distance moyenne projetée dans les cellules de type sauvage ne différait pas significativement de celle de rec12Δ cellules (matériel électronique supplémentaire, figure S4D). Par conséquent, nous n'avons pas pu tirer de conclusion quant à savoir si la tension entre les centromères frères est modifiée par les chiasmata.

Étant donné que les changements de tension n'ont pas pu être évalués dans nos analyses, nous avons ensuite examiné plus en détail la dynamique du centromère pour obtenir un indice sur l'élimination dépendante du chiasma de l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs. Nous avons noté que dans les cellules de type sauvage formant le chiasma, les centromères homologues avaient tendance à se déplacer dans la même direction et à inverser les mouvements de manière coordonnée, alors que cette tendance n'était pas apparente dans les cellules dépourvues de chiasma. rec12Δ cellules. En effet, les centromères homologues se sont déplacés dans la même direction pendant 66,2 % et 46,7 % du temps d'observation chez les espèces sauvages et rec12Δ cellules, respectivement (figure 4une), ce dernier pourcentage est proche de celui du mouvement aléatoire. De plus, dans arche1-so cellules, les centromères ont souvent atteint le SPB sans inverser leurs mouvements et se sont co-localisés avec lui (une co-localisation a été observée pendant 6,4% du temps d'observation dans arche1-so cellules, mais jamais dans les cellules de type sauvage figure 2c, arche1-so, flèches), indiquant que l'inversion du centromère est affectée par une diminution des activités d'Aurora B. Ces observations suggèrent une relation entre l'oscillation du centromère et la correction de l'attachement.

Figure 4. Relation entre les mouvements des centromères homologues et l'analyse de corrélation de la dynamique des centromères à la métaphase I. (une) Direction du mouvement des centromères homologues. Les barres bleues et jaunes indiquent les proportions d'une paire de centromères homologues se déplaçant respectivement dans le même sens et dans le sens opposé. (b) Auto-corrélation (AC) et corrélation croisée (CC) des vitesses des centromères. La relation entre les valeurs de corrélation (AC ou CC) et les mouvements du centromère est montrée. Les flèches au-dessus des chromosomes indiquent la direction des mouvements du centromère. (c) ACF et CCF des vitesses des centromères dans le type sauvage et rec12Δ cellules. Les lignes bleues et les lignes pointillées rouges, respectivement, indiquent les valeurs moyennes de corrélation et les intervalles de confiance à 95 % obtenus par la méthode du bootstrap. () p-valeurs des valeurs ACF et CCF aux points de temps indiqués. (e) p-valeurs entre les valeurs CCF de type sauvage et rec12Δ cellules aux moments indiqués. Astérisques dans (,e) indiquent des différences significatives. Les nombres de cellules examinées et les temps d'observation totaux (indiqués entre parenthèses) sont les suivants. Type sauvage : 14 cellules (1326,8 s) rec12Δ: 11 cellules (1193,4 s).

Pour confirmer la coordination dépendante du chiasma de l'oscillation du centromère homologue, nous avons caractérisé les mouvements du centromère de manière quantitative en utilisant la fonction de corrélation, qui est utile pour caractériser l'oscillation du centromère (par exemple [39-41]). Plus précisément, nous avons collecté les vitesses des centromères par rapport au SPB obtenues à partir de toutes les cellules observées et calculé les coefficients de corrélation entre les vitesses séparées par différents temps de latence (figure 4b). Le tracé d'auto-corrélation des cellules de type sauvage a diminué et a atteint une valeur négative bien que petite, la valeur négative était statistiquement significative autour de 35 s (figure 4CD, WT). Cela indique que les mouvements du centromère ont tendance à s'inverser autour de 35 s dans les cellules de type sauvage formant le chiasma (figure 4b, En haut à droite). Les tracés d'autocorrélation de rec12Δ les cellules ont également présenté un schéma similaire, indiquant que les centromères oscillent dans le chiasma rec12Δ cellules de manière similaire (figure 4c,, rec12Δ). Ainsi, les centromères oscillent entre les deux SPB avec une périodicité faible mais significative de manière indépendante du chiasma.

Nous avons ensuite examiné la corrélation entre les vitesses des centromères homologues par analyse de corrélation croisée. Le tracé de corrélation croisée des cellules de type sauvage a augmenté d'une valeur négative et a atteint un pic à une valeur positive autour de 35 s (figure 4c), et les valeurs négatives et positives étaient statistiquement significatives (figure 4, WT). Cela montre que les centromères homologues ont tendance à se déplacer dans la même direction (figure 4b, en bas à gauche) et inverser leurs mouvements toutes les 35 s environ (figure 4b, en bas à droite). Ainsi, l'oscillation du centromère homologue est coordonnée. En revanche, l'intrigue de rec12Δ les cellules différaient significativement de la parcelle de type sauvage et ne présentaient aucune corrélation significative à aucun temps de latence (figure 4ce, rec12Δ). Ce résultat indique un manque de coordination dans les mouvements des centromères homologues. Ces résultats démontrent que les chiasmas coordonnent l'oscillation du centromère homologue.

Nous avons également caractérisé les mouvements du centromère dans arche1-so cellules. La valeur de corrélation croisée à 0 s était négative, comme dans les cellules de type sauvage, indiquant que les centromères homologues avaient tendance à se déplacer dans la même direction (matériel électronique supplémentaire, figure S5A,B). Cependant, la signification statistique des valeurs de corrélation des tracés d'auto-corrélation et d'intercorrélation a été perdue vers 35 s (matériel électronique supplémentaire, figure S5A–C). Cette observation suggère une périodicité affaiblie de l'oscillation du centromère et est compatible avec une inversion du centromère altérée dans arche1-so cellules. En revanche, aucune altération de ce type n'a été observée dans fou2Δ cellules, dont le défaut majeur réside dans l'inhibition SAC-dépendante de l'apparition précoce de l'anaphase (matériel électronique supplémentaire, figure S5D–F). Le fait que les chiasmes coordonnent l'oscillation du centromère homologue et que la dynamique d'oscillation est altérée dans arche1-so les cellules soulèvent la possibilité que l'oscillation du centromère soit liée à l'élimination de l'attachement.

2.4. Dam1 est requis pour la correction de l'attachement dépendant du chiasma

Pour explorer davantage la relation entre l'élimination de l'attachement et l'oscillation du centromère, nous avons ensuite recherché des mutants kinétochores défectueux dans l'élimination de l'attachement dépendant du chiasma. Parmi les protéines du kinétochore, nous avons suspecté que Dam1 pourrait contribuer à la correction de l'attachement et à l'oscillation du centromère, car Dam1 est un substrat d'Aurora B et un composant du complexe Dam1/DASH qui est censé entraîner la ségrégation des chromosomes en couplant le raccourcissement de la MT avec les mouvements du kinétochore [42-50 ] nous avons constaté que l'élimination de l'attachement dépendant du chiasma était altérée dans les cellules portant le barrage1 suppression (dam1Δ).

dam1Δ les cellules présentaient une formation de spores en grande partie normale et seulement une légère diminution de la viabilité des spores (matériel électronique supplémentaire, figure S6A,B). Cette observation indique que la ségrégation chromosomique méiotique n'est pas gravement altérée dans dam1Δ cellules, ce qui est cohérent avec le fait que Dam1 n'est pas essentiel pour la ségrégation des chromosomes en mitose [51]. De plus, les recombinaisons croisées et non croisées se sont produites à un niveau de type sauvage dans dam1Δ cellules (matériel électronique supplémentaire, figure S6c), indiquant que la formation de chiasma dépendant de la recombinaison est normale dans dam1Δ cellules.

Surtout, le dam1Δ mutation altérant la disjonction des chromosomes homologues (figure 5une), comme on le voit dans fou2Δ et arche1-so mutants [25,52]. De plus, le dam1Δ mutation a augmenté la ségrégation équationnelle des chromatides sœurs dans rec12 + cellules (figure 5b, à gauche) mais il a diminué la ségrégation équationnelle dans sgo1Δ rec12Δ ou haploïde méiotique sgo1Δ cellules (figure 5b,c). Conformément aux fréquences de ségrégation équationnelles, les fréquences de division moyennes des centromères frères ont diminué en dam1Δ rec12Δ et bien que la différence ne soit pas significative, les fréquences de division moyennes avaient tendance à être plus élevées dans dam1Δ cellules (figure 5,e matériel électronique supplémentaire, figure S2A).De plus, les forces opposées exercées sur les centromères homologues ont diminué, comme en témoigne l'augmentation du positionnement incliné et non parallèle des centromères homologues et la réduction de leurs distances (figure 5F,g). Ces phénotypes reflètent ceux de la correction d'erreur-défectueux fou2Δ et arche1-so mutants (figure 3b,c). De plus, comme on le voit dans arche1-so cellules, la proportion de centromères frères en division qui ont été inclinés vers une direction perpendiculaire a augmenté indépendamment de la formation de chiasma (figure 5salut matériel électronique supplémentaire, figure S3). Ces similitudes avec des mutants défectueux pour la correction d'erreurs suggèrent fortement que la correction d'attachement est défectueuse dans dam1Δ cellules. Les dam1Δ La mutation a significativement raccourci les distances projetées moyennes (matériel électronique supplémentaire, figure S4C,D), suggérant une réduction des forces opposées exercées sur les centromères frères.

Figure 5. Effets de la dam1Δ mutation sur l'attachement des chromosomes au fuseau à la méiose I. (une) Fréquences de non-disjonction des chromosomes homologues (cen2). (avant JC) Fréquences de ségrégation équationnelles des chromatides sœurs (cen2) en diploïde (b) et pat1 cellules haploïdes (c) à la méiose I. Dans (a–c), la ségrégation des chromosomes a été analysée dans plus de 50 cellules, et les barres montrent les moyennes de plus de trois expériences indépendantes. Les barres d'erreur indiquent les erreurs standard. *p < 0.01 **p < 0,005 ***p < 0,0001 (Étudiant t-test). () Centromères sœurs séparés dans dam1Δ cellules. Les images de projection maximale des centromères et des SPB prises toutes les 3 s environ ont été disposées de gauche à droite. Les pointes de flèches montrent des centromères sœurs séparés. Barre, 2 µm. (e) Fréquences d'observation de la division du centromère obtenues par la méthode du bootstrap. Le graphique montre les fréquences moyennes par centromère. *p < 0.05 **p < 0,01 n.s., non significatif (p-valeur est indiquée entre parenthèses). Les barres d'erreur affichent des intervalles de confiance à 95 %. Les nombres entre parenthèses en haut du graphique indiquent le nombre de centromères examinés. +, pas d'autres mutations. Moyens de type sauvage et rec12Δ les cellules ont été adoptées à partir de la figure 2. La ligne pointillée distingue les résultats de rec12 + et rec12Δ cellules. (F) Distribution des angles des centromères homologues par rapport au fuseau (graphique supérieur), et tracés 2D des angles moyens et des distances des centromères homologues dans chaque cellule (graphique inférieur). (g) Distances entre centromères homologues. Le graphique montre les moyennes des distances moyennes dans chaque cellule. Les dessins montrent la relation prédite entre les attachements et les distances des centromères homologues. Les flèches noires indiquent les forces exercées sur les chromosomes. Les nombres entre parenthèses indiquent le nombre de cellules examinées. *p < 0,001 (Étudiant t-test). Les barres d'erreur indiquent les erreurs standard. (h) Distribution des angles de fractionnement des centromères frères. Les lignes rouges en pointillés montrent les distributions de type sauvage et rec12Δ cellules. (je) Inclinaison accrue des centromères frères en division dans dam1Δ cellules. Barres vertes : 0° ≤ ?? < 20° barres brunes : 20̊ ≤ ?? < 60° barres bleues : 60° ≤ ?? 90°. +, pas d'autres mutations. Quatre-vingt-trois et 56 centromères frères en division ont été examinés pour dam1Δ et dam1Δ rec12Δ cellules, respectivement.

Les changements d'attachement n'ont pas résulté d'un début prématuré de l'anaphase ou d'une localisation altérée d'Aurora B, car dam1Δ les cellules présentaient un début d'anaphase retardé (durée de la métaphase : 11,4 ± 0,7 min dans les cellules de type sauvage (m = 10) et 31,5 ± 2,3 min en dam1Δ cellules (m = 6)) et des modèles de localisation d'Aurora B similaires à ceux observés dans les cellules de type sauvage (localisation ponctuée pré-anaphase adjacente aux kinétochores et matériel électronique supplémentaire de localisation du fuseau anaphase, figure S7A,B).

2.5. Dam1 est requis pour l'oscillation du centromère en métaphase et l'anaphase A

Nous avons également constaté que l'oscillation du centromère était abolie dans dam1Δ cellules. À la métaphase I dans les deux dam1Δ et dam1Δ rec12Δ cellules, la longueur du fuseau avait tendance à augmenter (matériel électronique supplémentaire, figure S8A), reflétant peut-être la perte des forces de traction vers l'intérieur générées par la dépolymérisation kMT [53], et bien que les centromères soient sur le fuseau, comme dans les cellules de type sauvage, ils sont restés en grande partie toujours sans subir d'oscillation (figure 6une,b matériel électronique supplémentaire, Films S7–S11). En conséquence, les vitesses des centromères et l'écart-type des positions des centromères ont nettement diminué et les tracés MSD se sont déplacés vers le bas (figure 6c matériel électronique supplémentaire, figure S8B,C). Les graphiques d'autocorrélation et d'intercorrélation présentaient des schémas différents de ceux de type sauvage et rec12Δ cellules (matériel électronique supplémentaire, figure S8D–F).

Figure 6. Centromère et dynamique du fuseau à la méiose I dans dam1Δ cellules. (une) Comportement des centromères (cen2) et le fuseau à la méiose I. Le vert indique cen2 et SPB, et le magenta indique le fuseau. Les chiffres indiquent le temps (en minutes). Les flèches et les pointes de flèches indiquent le SPB et cen2, respectivement. Les lignes blanches indiquent les contours des cellules. Barre, 5 µm. (b) Modifications des positions du centromère et du SPB à la métaphase I dans dam1Δ et dam1Δ rec12Δ cellules. Les images de gauche montrent le kymographe des centromères (cen2) et les SPB et les graphiques de droite montrent les changements dans les distances centromère-SPB et SPB-SPB. Les barres verticales et horizontales des kymographes indiquent respectivement 2 µm et 30 s. (c) Vitesses moyennes du centromère. Les lignes pointillées distinguent les résultats de rec12 + et rec12Δ cellules. () Modifications des distances centromère-SPB et SPB-SPB pendant l'anaphase I. (e) Perte des mouvements du centromère de l'anaphase A dans dam1Δ cellules. Les photos montrent des changements dans les positions des centromères pendant l'anaphase I. Les chiffres indiquent le temps en minutes à partir du début de l'anaphase. Les lignes pointillées et les pointes de flèches sur les photos montrent les positions de SPB et cen2, respectivement. Barre, 2 µm. Le graphique montre les distances moyennes centromère-SPB pendant la métaphase I (Meta) et l'anaphase I (Ana). Les nombres de centromères examinés sont indiqués entre parenthèses. Une ligne pointillée dans le graphique distingue les résultats de type sauvage et dam1Δ cellules. Les barres d'erreur indiquent l'erreur standard. *p < 0.05 **p < 0.01 ***p < 0,0005 n.s., non significatif t-test).

En plus de l'oscillation du centromère, les mouvements du centromère anaphase vers les pôles étaient altérés dans dam1Δ cellules. Au début de l'anaphase, les centromères homologues se séparent normalement les uns des autres par des mouvements vers les pôles (anaphase A), puis par allongement du fuseau (anaphase B) (figure 6une,,e, WT) [23]. Dans dam1Δ cellules, cependant, les mouvements du centromère anaphase vers les pôles se produisaient rarement, et leurs distances par rapport aux SPB les plus proches étaient en grande partie inchangées (figure 6a, d, e matériel électronique supplémentaire, figure S8G,H). Néanmoins, les centromères homologues se sont séparés avec succès à mesure que le fuseau s'allongeait (figure 6une,), indiquant que les centromères homologues subissent l'anaphase B sans subir l'anaphase A. Notamment à cet égard, les mouvements de l'anaphase A ont été altérés dans rec12Δ cellules dues à l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs (matériel électronique supplémentaire, figure S8H) [28]. L'absence d'oscillation du centromère et d'anaphase A est cohérent avec dam1Δ phénotypes : les kinétochores restent aux extrémités MT pendant une longue période (plus de 20 min) et inhibent le désassemblage MT après la fixation du kinétochore aux extrémités MT [43,54], et les chromosomes échouent fréquemment à atteindre le SPB pendant l'anaphase mitotique [51,55 ]. L'altération fortuite de l'oscillation du centromère, ainsi que le défaut de correction de l'attachement, fournit un soutien supplémentaire pour un lien entre la correction de l'attachement et l'oscillation du centromère.

3. Débat

3.1. Rôles des chiasmata et Dam1 dans la correction de l'attachement

Dans cette étude, nous avons cherché à savoir si les chiasmes provoquent l'élimination de l'attachement bi-orienté via le mécanisme de correction d'erreur en analysant les attachements dans fou2Δ ou arche1-so cellules formant ou manquant de chiasmata. L'analyse de la ségrégation des chromatides soeurs, de la division transitoire du centromère soeur et du positionnement du centromère homologue a révélé collectivement que dans le fou2Δ et arche1-so arrière-plans, l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs a augmenté dans les cellules formant le chiasma, mais l'attachement mono-orienté a augmenté dans les cellules dépourvues de chiasma. Vraisemblablement, les chromatides sœurs sont initialement fréquemment bi-orientées indépendamment de la formation du chiasma, mais le mécanisme de correction d'erreur élimine l'attachement bi-orienté spécifiquement dans les cellules formant le chiasma. Les impacts moins importants de la fou2Δ mutation sur les attachements que ceux de la arche1-so mutation résulte probablement de défauts distincts dépendant de la mutation. Les fou2Δ la mutation diminue le temps disponible pour la correction mais ne compromet pas l'élimination de l'attachement contrairement à la arche1-so mutation dans fou2Δ cellules, malgré l'élimination de l'attachement, le manque de temps de correction a probablement entraîné une correction d'attachement incomplète. Ensemble, ces observations indiquent que les chiasmes permettent aux facteurs de correction d'erreur d'éliminer l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs qui ne seraient pas éliminées autrement.

Une étude précédente a rapporté que fou2 et arche1 les mutations ont augmenté l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs en l'absence de chiasmata [31], contredisant les résultats de cette étude. Les arche1-as mutation et un marqueur centromère différent utilisé dans cette étude précédente peuvent avoir affecté les pièces jointes. De plus, il est important de noter que l'appariement de centromères homologues, qui se produit pendant la prophase méiotique, peut affecter l'interaction initiale kinétochore-MT. Cependant, la contribution de l'appariement des centromères aux différences observées entre les cellules formant et dépourvues de chiasma est probablement négligeable car l'appariement des centromères se produit à un niveau largement normal dans rec12Δ cellules [56] et les fréquences de ségrégation équationnelle dans les cellules méiotiques haploïdes, qui manquent d'appariement, étaient presque les mêmes que celles dans rec12Δ cellules (figure 1e,F).

En plus de l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs, notre analyse de l'inclinaison du centromère sœur a suggéré l'apparition fréquente d'attachement mérotélique et son élimination par le mécanisme de correction d'erreur, indépendamment de la formation de chiasma. En effet, l'attachement mérotélique est fréquemment observé dans les cellules méiotiques formant le chiasma ainsi que dans les cellules mitotiques dépourvues de chiasma [57,58]. Le positionnement incliné du centromère peut avoir résulté de l'interaction d'un seul des centromères sœurs avec la MT (attachement monotélique) ou du détachement des centromères sœurs des MT après la séparation. Cependant, étant donné les mobilités actives des centromères frères scindés (matériel électronique supplémentaire, figure S2B–D) et l'attachement terminal stable observé dans dam1Δ cellules [43,54], ces événements sont probablement rares. Il est également possible que les deux centromères frères interagissent avec des MT s'étendant du même pôle (attachement syntélique), l'un latéralement et l'autre aux extrémités, comme dans les cellules de vertébrés [59], et que le glissement latéral bidirectionnel d'un des centromères provoque un positionnement incliné. Cependant, la cohérence des fréquences de division du centromère frère avec celles de la ségrégation équationnelle suggère que l'attachement syntélique est probablement transitoire, voire pas du tout.

Nous avons également constaté que le dam1Δ la mutation a augmenté l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs dans les cellules formant le chiasma et augmenté l'attachement mono-orienté dans les cellules dépourvues de chiasma. Cela suggère que Dam1 joue un rôle crucial dans la correction de l'attachement. L'inclinaison accrue des centromères frères en division observée dans rec12 + dam1Δ cellules appuie davantage cette notion. Parce que dam1Δ cellules ont présenté un début d'anaphase retardé, Dam1 doit contribuer à l'élimination de l'attachement via une voie indépendante de SAC. Étant donné que Dam1 joue un rôle crucial dans l'interaction kinétochore-MT et est un substrat d'Aurora B [42,51,60], nous supposons que le complexe Dam1 est directement impliqué dans le processus d'élimination de l'attachement en tant que composant de la voie régulatrice d'Aurora B. .

3.2. Fonctions des chiasmas et Dam1 dans l'oscillation du centromère

En utilisant les fonctions de corrélation, nous avons montré que les centromères oscillaient indépendamment de la formation du chiasma et que les chiasmas coordonnaient l'oscillation du centromère homologue. Diverses études expérimentales et/ou basées sur la simulation ont démontré que l'oscillation coordonnée des chromatides sœurs dépend de la tension générée par la cohésion du centromère sœur [10,61-71]. Compte tenu de cette notion, il est probable que l'oscillation du centromère homologue coordonné dépende de la même manière de la tension générée par les chiasmas. Au cours de l'oscillation des centromères mitotiques frères, les faisceaux de MT interagissant avec les kinétochores (kMT) s'étendant vers l'avant des centromères mobiles (kMT principaux) entraînent les mouvements des centromères par leur désassemblage, tandis que ceux s'étendant vers l'arrière (kMT arrière) s'assemblent (matériel électronique supplémentaire, figure S9A, centromère et dynamique des kMT) [4–6,10], et la commutation des kMT avant ou arrière induit une inversion des mouvements du centromère (matériel électronique supplémentaire, figure S9A, mouvement du centromère et dynamique des kMT) [72]. Dans la levure à fission, les moteurs Kinesin-8, Klp5 et Klp6, qui favorisent le désassemblage des kMT plus longs induisent une commutation de kMT à proximité de l'équateur [41,71,73,74]. La commutation de kMT provoque une relaxation ou un étirement transitoire du centromère (matériel électronique supplémentaire, figure S9A, mitose, état de transition), ce qui induit probablement une commutation d'assemblage/désassemblage coordonnée des autres kMT par le biais de changements dépendants de la force dans la dynamique de la MT [75-78]. Au cours de l'oscillation du centromère homologue, les kMT subissent probablement un assemblage et un désassemblage de manière similaire, et le lien dépendant du chiasma génère un changement de tension temporel qui coordonne la commutation assemblage/désassemblage des kMT (matériel électronique supplémentaire, figure S9A, méiose I).

Nous avons également constaté que Dam1 était essentiel pour l'oscillation du centromère et les mouvements du centromère vers le pôle de l'anaphase A. Cette découverte indique que l'oscillation du centromère et l'anaphase A dépendent du même mécanisme. Le complexe Dam1 entraîne probablement les mouvements du centromère en couplant le désassemblage MT au mouvement du centromère [49,50]. Cela peut également favoriser le désassemblage de la MT, car le raccourcissement de la kMT est inhibé après la capture du kinétochore dans dam1Δ cellules [43,54,79]. Malgré l'absence d'oscillation du centromère et d'anaphase A, les interactions kinétochore-MT n'ont pas été éliminées dans dam1Δ cellules, comme démontré par la division du centromère soeur et les mouvements du centromère de l'anaphase B. Par conséquent, un ou plusieurs facteurs en plus de Dam1 peuvent entraîner de manière coopérative le mouvement du centromère. Les facteurs susceptibles de médier l'interaction kinétochore-MT dans dam1Δ les cellules comprennent le complexe Ndc80, un facteur d'interface kinétochore-MT distinct et le complexe Klp5/Klp6, qui peut coupler le désassemblage MT au mouvement de la cargaison comme le complexe Dam1 et jouer un rôle crucial dans l'oscillation du centromère et/ou la ségrégation des chromosomes [71,73,74 ,80-87]. En effet, les moteurs kinésine-8 sont essentiels dans dam1Δ [51] et contribuent à une interaction stable kinétochore-MT lors de l'oscillation du centromère [73].

3.3. Fonctions du chiasma et de Dam1 dans l'élimination de l'attachement

Le mécanisme précis de l'élimination de l'attachement dépendant du chiasma et le mécanisme de l'élimination de l'attachement dépendant de Dam1 lui-même restent flous. Il a été précédemment proposé que les chiasmes éliminent l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs en générant une configuration chromosomique qui organise les kinétochores sœurs vers l'extérieur et la région enrichie d'Aurora B vers l'intérieur [31,88]. Dans ce modèle, la traction vers les pôles rapproche les sites d'attachement inappropriés de la région enrichie d'Aurora B, entraînant l'élimination des attachements. Cependant, cette configuration nécessite une association ferme des centromères frères. Lorsque les centromères sœurs se séparent comme on le voit dans notre étude, les sites de fixation inappropriés s'approcheraient à peine de la région enrichie d'Aurora B (matériel électronique supplémentaire, figure S9B). La validité de ce modèle reste donc discutable.

Il est possible que les chiasmes éliminent les attachements bi-orientés en réduisant la tension entre les centromères frères. En effet, bien que nous n'ayons pas pu observer de différence significative entre les distances projetées des centromères inter-soeurs de rec12 + et rec12Δ cellules, un sous-ensemble des distances dans le rec12 + les cellules couvraient une distance légèrement plus courte que celles couvertes dans rec12Δ cellules, suggérant une réduction de la tension. Cependant, dans un rec12 + cellule illustrée à la figure 2, les distances projetées des centromères étaient comparables ou supérieures à celles de rec12Δ cellules (matériel électronique supplémentaire, figure S4C), suggérant qu'au moins dans cette cellule particulière, la tension n'a probablement pas été réduite. Néanmoins, l'attachement bi-orienté a été éliminé comme démontré par la réassociation des centromères sœurs en rupture (figure 2b,c, WT). Par conséquent, nous supposons que l'élimination de l'attachement dépendant du chiasma ne dépend pas uniquement de la réduction de la tension globale.

Notre découverte selon laquelle les chiasmas et Dam1 contribuent à l'oscillation du centromère soulève la possibilité que l'élimination de l'attachement soit couplée à l'oscillation du centromère. Cette possibilité est étayée par notre conclusion selon laquelle la dynamique d'oscillation du centromère homologue est altérée dans la correction d'erreur-défectueuse arche1-so mutant. Une explication possible est que l'oscillation du centromère provoque l'élimination des attachements erronés. Dans les cellules formant le chiasma, lorsqu'ils sont mal fixés, les centromères homologues subissent une oscillation via un démontage et un assemblage coordonnés des kMT avant et arrière (matériel électronique supplémentaire, figure S9C, Méiose I), initiation stochastique et/ou dépendante de la longueur de l'assemblage/désassemblage MT la commutation peut donner à l'assemblage des extrémités kMT une chance de subir une charge dépendante du chiasma moins dirigée vers l'extrémité sur des sites de fixation inappropriés.La charge dirigée négative appliquée aux extrémités kMT d'assemblage peut rapprocher les sites de fixation de la région interne du centromère, induisant un détachement de la kMT dépendant de la kinase Aurora. Alternativement, la charge dirigée vers l'extrémité négative peut provoquer un détachement de kMT en raison de la résistance intrinsèquement faible de l'interaction entre les MT d'assemblage et le kinétochore à une charge dirigée vers l'extrémité négative. En effet, la fixation de Stu2, un composant kinétochore de la famille XMAP215/Dis1 dans la levure bourgeonnante, aux extrémités d'assemblage MT peut résister à une force de traction d'environ 4 pN sous une charge plus dirigée [89], tandis que la fixation de Xénope XMAP215 peut supporter une force d'environ 1 pN seulement sous une charge dirigée vers l'extrémité négative [90]. Dans ce modèle, l'oscillation chromosomique élimine activement les attachements inappropriés en appliquant une charge aux sites d'attachement inappropriés, et l'absence d'oscillation du chiasma ou du centromère altère l'élimination de l'attachement.

Une possibilité alternative, mais non mutuellement exclusive, est que l'élimination de l'attachement nécessite une propriété d'attachement qui permet l'oscillation du centromère. Nous avons constaté que l'oscillation du centromère est altérée dans arche1-so cellules. De plus, l'expression de formes mutantes du composant kinétochore Ndc80 qui ne peut pas être phosphorylée par Aurora B inhibe l'oscillation du centromère [81,83]. Ces observations indiquent que l'oscillation du centromère nécessite une phosphorylation du kinétochore dépendante d'Aurora B. De plus, des variantes de Dam1 ou Ndc80 portant des mutations Aurora B-phosphomimétiques forment une fixation diffusible au réseau MT et présentent des mouvements de type diffusion sur le MT [44,46,91]. Par conséquent, l'oscillation du centromère dépend probablement de l'attachement diffusible dépendant d'Aurora B. Étant donné que les activités de diffusion des composants kinétochores augmentent à mesure que leurs affinités MT diminuent, seules les fixations diffusibles peuvent permettre l'élimination de la fixation. En l'absence de Dam1, l'attachement peut devenir non diffusible et non éliminable, entraînant une altération de l'oscillation du centromère et l'élimination des attachements erronés. Une étude plus approfondie des effets des formes phospho-mutantes de Dam1/Ndc80 sur la correction de l'attachement et l'oscillation du centromère serait importante pour vérifier cette possibilité.

Le mécanisme dépendant de l'oscillation chromosomique peut également expliquer l'élimination de l'attachement mérotélique d'une seule chromatide d'une manière indépendante du chiasma et à la fois dans la mitose et la méiose. Peut-être que l'oscillation coordonnée dépendante de la cohésine des chromatides sœurs élimine l'attachement mérotélique de la même manière que l'oscillation coordonnée des chromosomes homologues élimine l'attachement bi-orienté des chromatides sœurs (matériel électronique supplémentaire, figure S9C, mitose). De manière constante, une perte de cohésion des chromatides sœurs provoque un attachement mérotélique en mitose [92,93], et en dam1Δ cellules, l'oscillation du centromère altérée s'accompagnait d'une inclinaison accrue du centromère frère, résultat probable de l'attachement mérotélique, indépendamment de la formation du chiasma (figure 5je). De plus, les mécanismes dépendants des oscillations contribuent probablement à l'élimination de l'attachement chez les vertébrés, bien que les mécanismes ne soient pas complètement les mêmes, comme le démontre la contribution supplémentaire de la kinase Aurora A à l'oscillation du centromère et à la correction de l'attachement [94, 95].

Le mécanisme dépendant de l'oscillation ne nie pas l'importance de la tension globale entre les centromères frères dans l'élimination de l'attachement. Il est clair qu'au fur et à mesure que le nombre de kMTs correctement attachés augmente, la tension entre les centromères frères augmente. L'élévation progressive de la tension peut diminuer progressivement les niveaux de phosphorylation des kinétochores, entraînant une augmentation incrémentielle de l'affinité de liaison MT des kinétochores, comme dans le cas de la phosphorylation de Ndc80 [91]. Une possibilité alternative, mais non mutuellement exclusive, est qu'une tension supérieure à un certain seuil modifie l'état de phosphorylation du kinétochore. La phosphorylation du kinétochore est régulée par des phosphatases en plus d'Aurora B [96], et les actions antagonistes de ces enzymes peuvent maintenir de manière robuste l'état de phosphorylation du kinétochore pendant la métaphase, comme suggéré pour les systèmes de régulation antagonistes [97]. Cependant, une fois que la tension dépasse le seuil, les kinétochores peuvent être complètement déphosphorylés par le système de régulation des kinétochores [96,98,99]. Dans les deux cas, la tension convertit les attachements diffusibles et corrigibles de type métaphase en attachements non diffusibles et non corrigibles de type anaphase, reliant l'établissement d'attachements appropriés à la transition métaphase-anaphase. Ce scénario est cohérent avec la relation bien établie entre la tension et la perte de phosphorylation dépendante d'Aurora et la stabilisation de l'attachement (par exemple [12, 27, 100, 101]). De plus, dans ce scénario, une réduction de la tension entraîne une augmentation de la phosphorylation du kinétochore, ce qui rend l'état du kinétochore préférable pour la correction de l'attachement, ce qui peut expliquer la correction de l'attachement mérotélique induite par une tension réduite [102].

Dans cette étude, nous avons montré que les chiasmata et Dam1 contribuent de manière différentielle à l'élimination des attachements erronés et de l'oscillation du centromère. Ces résultats soulèvent la possibilité que l'élimination de l'attachement soit couplée à l'oscillation du centromère. Les mécanismes précis de l'élimination de l'attachement dépendant du chiasma ou Dam1, ainsi que la relation entre l'oscillation du centromère et l'élimination de l'attachement, restent à élucider. Cependant, nos résultats et la relation suggérée apporteront sans aucun doute un nouvel éclairage sur la compréhension des mécanismes de correction de l'attachement et de l'oscillation du centromère. Parce que la ségrégation chromosomique est associée à diverses maladies ou troubles, y compris la tumorigenèse et le syndrome de Down lié à la naissance, nos résultats peuvent être d'une importance clinique.

4. Matériel et méthodes

4.1. Souches de levure, milieux et méthodes génétiques de base

Les souches utilisées dans cette étude sont présentées dans le matériel électronique supplémentaire, tableaux S2 et S3. Les médias et les méthodes génétiques de base utilisées dans cette étude ont été décrits précédemment [103]. Les barrage1 souche de délétion a été générée en remplaçant la totalité barrage1 gène avec le gène de résistance G418 par une méthode basée sur la PCR [104, 105].


Duplication du génome

La mutation la plus radicale est peut-être la duplication d'un ensemble complet de chromosomes. Le doublement soudain du génome présente une nouvelle dynamique à l'environnement confiné du noyau. Comment gérer un tel choc pour l'organisation nucléaire ? Comment les processus « d'entretien » critiques hautement conservés s'adaptent-ils rapidement, et quelles sont les conséquences sur l'évolution moléculaire ?

Pour résoudre ce problème, nous analysons les génomes de jeunes lignées polyploïdes à la recherche de signatures moléculaires de sélection en appliquant le reséquençage du génome au niveau de la population. De nombreux cas non apparentés de duplication récente du génome entier existent dans la nature, présentant de nombreuses origines indépendantes d'espèces autopolyploïdes (formées par le doublement du génome ancestral) et d'espèces allopolyploïdes (formées par l'hybridation de génomes étroitement apparentés, suivie d'un doublement).

Arabidopsis arenosa-Dans notre premier scan génomique de 24 reséquencés Arabidopsis arenosa diploïdes et autopolyploïdes, nous voyons des acteurs clés du complexe synaptonémique méiotique présentant des signatures claires de sélection (exemples de loci sur la figure à droite). Ces molécules interagissent directement entre elles au début de la méiose et sont impliquées dans l'appariement des chromosomes homologues lors de la danse ordonnée de la ségrégation chromosomique. Notre hypothèse de travail est que l'évolution de ces protéines induit une réduction des chiasmas chez les autotétraploïdes, réduisant ainsi les enchevêtrements entre les membres du complément chromosomique accru.

Mimulus et Chamerion-Ayant détecté des signatures claires de sélection naturelle dans des gènes de méiose en interaction physique chez une espèce, je suis très curieux de savoir s'il s'agit d'une solution courante au bouleversement génomique. Par conséquent, nous concentrons maintenant mon travail sur des analyses ciblées du génome dans le Mimule et Chamérion genres (épilobe), deux modèles écologiques établis de longue date. Les Mimule genre offre l'avantage supplémentaire d'héberger de jeunes allolignées polyploïdes dont les génomes peuvent être directement comparés à autopolyploïdes avec des espèces parentales communes, ce qui nous permet de demander, par exemple : les autopolyploïdes et les allopolyploïdes s'adaptent-ils au doublement du génome de la même manière ou proposent-ils des solutions distinctes à des défis contrastés ? Le dernier Mimule et Chamérion les analyses de génome de reséquençage de population fournissent des parallèles clairs avec les Arène étude, mais aussi des différences surprenantes, suggérant des avancées fructueuses pour des analyses fonctionnelles détaillées des conséquences de l'évolution du génome.

L'objectif global est de comprendre comment la cellule s'adapte au bouleversement interne soudain du doublement du génome en étudiant de nombreuses solutions naturelles évoluées indépendamment. Cette première étude nous a surpris en indiquant que même les processus méiotiques conservés sont capables de changements évolutifs agiles lorsque cela est nécessaire.

Plus de contexte sur le site de mon collaborateur préféré ici.


Chiasmata et Adaptation - Biologie

La méiose est un type particulier de division cellulaire dans lequel les chromosomes ne se répliquent qu'une seule fois, mais avec deux divisions cellulaires qui se succèdent rapidement. Ainsi, une cellule mère produit quatre cellules filles ayant la moitié du nombre de chromosomes que dans la cellule mère. On l'appelle aussi division réductrice.

Apparition de la méiose

Chez les animaux, il se produit au moment de la formation des gamètes mais chez les plantes au moment de la formation des spores. Spore forme finalement des gamètes. Toutes les cellules dans lesquelles la méiose se produit sont appelées méiocytes. Par exemple

Types de méiose

  • Méiose gamétique: Formation de gamètes. Ex. Animal
  • Méiose sporique : Formation de spores. Ex. Marchantia
  • Méiose zygotique: Après formation du zygote. Par exemple Spirogyre

Mécanisme de la méiose

Il se compose de deux divisions cellulaires qui sont la méiose I et la méiose II

Méiose I

Il s'agit d'une division réductionnelle ou hétérotypique car les cellules filles contiennent la moitié du chromosome que la cellule mère. Il se compose de deux phases d'interphase et de caryocinèse.

Caryocinèse

C'est la phase la plus longue et elle est divisée en sous-phases suivantes.

  • Les fibres de chromatine se condensent en chromosomes par enroulement et déshydratation.
  • Les chromosomes ont l'apparence de fines perles.
  • Les chromosomes sont simple brin bien qu'ils se soient répliqués pendant l'interphase.
  • Les extrémités des chromosomes restent dirigées vers un côté du noyau et sont appelées stade bouquet.
  • Les chromosomes homologues (paternel et maternel) subissent un appariement ou une synapse. Une paire de chromosomes synaptiquesmoi est appelé bivalent.
  • La synapsis se produit en raison de la formation d'un complexe synaptonémique entre eux.
  • Les chromosomes deviennent beaucoup plus épais et les chromatides deviennent visibles.
  • Or, à ce stade, ces bivalents apparaissent dans une structure à quatre brins appelée tétrade.
  • A ce stade tétrade, le croisement (échange de segment de chromatide entre chromatides non sœurs du chromosome homologue) se produit en un ou plusieurs points spécifiques appelés Chiasmata.
  • Le croisement implique la rupture et la fusion du segment de chromatide et cela est causé par des enzymes connues sous le nom d'endonucléase (coupe et jonction).
  • Le croisement apporte une recombinaison génétique ou une variation dans la cellule fille.
  • Après avoir traversé les chromosomes homologues, ils subissent une désynapsie et se séparent les uns des autres, sauf au niveau des chiasmes.
  • Les chiasmas se déplacent alors vers l'extrémité du chromosome et le processus est appelé thermalisation.
  • La membrane nucléaire et le nucléole commencent à disparaître.
  • Les chromosomes se condensent beaucoup de sorte que tous les chiasmes sont finalement terminaux.
  • La membrane nucléaire et le nucléole disparaissent complètement.
  • Les chromosomes se dispersent dans le cytoplasme.
  • Les fibres de la fusée commencent à réapparaître.

Métaphase I

  • Tous les chromosomes sont disposés à l'équateur en deux plaques métaphysiques situées à équidistance de l'équateur.
  • L'arrangement et l'orientation de chaque bivalent sont indépendants les uns des autres de sorte que les chromosomes s'assortissent indépendamment aux pôles.
  • Le centromère est tourné vers le pôle et les bras vers l'équateur.
  • Le centromère est relié par une seule fibre fusiforme provenant de l'un des deux pôles.
  • Les chromosomes homologues se séparent ou subissent une disjonction et se déplacent vers des pôles opposés avec un centromère non divisé et deux chromatides. Ces chromosomes sont appelés chromosomes de dyade.
  • Les chromosomes sont attirés vers le pôle par la contraction des fibres tractiles.
  • Les chromosomes apparaissent sous différentes formes V, U, L, J.
  • A la fin de l'Anaphase I, seuls les chromosomes haploïdes ou en nombre n atteignent le pôle.

Signification : Il apporte la réduction du nombre de chromosomes dans les cellules filles.

Télophase I

  • Il peut ou non se produire lorsqu'il se produit, il consiste en des changements opposés à ceux de la prophase-I.
  • Les chromosomes se décondensent en fibre chromatique.
  • Le nucléole est formé et la membrane nucléaire apparaît autour de chaque groupe polaire de chromosomes de dyade.
  • La fibre de la broche disparaît.
  • À la fin, deux noyaux haploïdes sont formés.

Cytokinèse

Il se produit par deux méthodes habituelles

La cytokinèse a lieu soit successivement (se produit à la fois après la 1 ère et la 2 ème division miotique) soit simultanément (survient seulement après la 2 ème division méiotique).

Méiose-II

C'est une division équationnelle ou homotypique qui est similaire à la mitose ou à la division cellulaire mitotique.

Interphase

Ce n'est qu'une courte période de repos pendant laquelle il n'y a pas de réplication de l'ADN.

Caryocinèse

  • Fibres de chromatine condensées en chromosomes.
  • Les chromosomes sont minces et se composent de deux chromatides qui sont génétiquement différentes.
  • Le nucléole et la membrane nucléaire disparaissent.
  • L'appareil à broche est formé à angle droit par rapport à l'axe de l'appareil à broche précédent.

Métaphase-II

  • Les chromosomes s'arrangent à l'équateur dans une seule plaque métaphorique.
  • Seuls les centromères se trouvent sur l'équateur et les bras sont tournés vers les pôles.
  • Les chromosomes sont courts et épais.
  • Chaque centromère est relié par deux fibres fusiformes.
  • Comme dans la mitose, le centromère se divise, les chromatides se séparent puis se déplacent vers le pôle par la contraction du fuseau ou des fibres tractiles.
  • Les chromosomes apparaissent sous les formes V, U, L, J.
  • L'anaphase II se termine lorsque tous les chromosomes atteignent le pôle.

Télophase II

  • La membrane nucléaire réapparaît autour de chaque groupe polaire de chromosomes haploïdes.
  • Le nucléole est également formé.
  • Chromosomes décondensés en fibres de chromatine.
  • Au moins quatre filles haploïdes, des noyaux sont formés

Cytokinèse : Il se produit toujours par la même méthode.

Signification de la méiose II

  • Il forme des gamètes chez les animaux et des spores chez les plantes.
  • La méiose ainsi que la fécondation ont aidé à maintenir un nombre constant de chromosomes dans les organismes.
  • Il maintient l'alternance de génération.
  • Il apporte de la variation par le processus de croisement.
  • Il aide dans un assortiment de chromosomes paternels et maternels dans les cellules filles.
  • Il comprend la mutation chromosomique.

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Choses dont il faut se rappeler
  • La méiose est un type particulier de division cellulaire dans lequel les chromosomes ne se répliquent qu'une seule fois, mais avec deux divisions cellulaires qui se succèdent rapidement.
  • Chez les animaux, il survient au moment de la formation des gamètes mais chez les plantes au moment de la formation des spores.
  • La méiose-I est une division réductionnelle ou hétérotypique car les cellules filles contiennent la moitié du chromosome que la cellule mère.
  • La cytokinèse a lieu soit successivement (se produit à la fois après la 1 ère et la 2 ème division mitotique) soit simultanément (survient seulement après la 2 ème division mitotique).
  • Anaphase apporte la réduction du nombre de chromosomes dans les cellules filles.
  • Il comprend toutes les relations qui s'établissent entre les gens.
  • Il peut y avoir plus d'une communauté dans une société. Communauté plus petite que la société.
  • C'est un réseau de relations sociales que l'on ne peut ni voir ni toucher.
  • des intérêts communs et des objectifs communs ne sont pas nécessaires à la société.

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Introduction

La méiose est essentielle à la fertilité des eucaryotes à reproduction sexuée. Cette division cellulaire spéciale divise précisément par deux le nombre de chromosomes et produit des gamètes ou des spores haploïdes. La progression de la méiose, ainsi que ses structures et processus de base, est conservée à travers les royaumes (Villeneuve & Hillers, 2001 Gerton & Hawley, 2005 Mercier & Grelon, 2008). Pourtant, les protéines qui orchestrent la méiose sont souvent étonnamment divergentes dans la séquence primaire, et plusieurs études récentes ont rapporté que les gènes de la méiose peuvent montrer des preuves de sélection directionnelle dans les populations naturelles (Turner et al., 2008 Anderson et al., 2009 Chowdhury et al., 2009 Kong et al., 2014 et al., 2015 ). Pourquoi cela se produit n'est pas encore clair, mais des facteurs environnementaux ont été supposés en être la cause (Turner et al., 2008 Anderson et al., 2009 et al., 2015 ). Alors qu'une méiose efficace est essentielle à la fertilité, le processus peut en effet être perturbé, par exemple par des facteurs environnementaux, entraînant des conséquences délétères telles qu'une fertilité réduite ou une aneuploïdie (Hassold & Hunt, 2001 Inoue & Lupski, 2002).

Comprendre les défis qui compromettent la méiose, ainsi que les solutions qui peuvent évoluer, a des implications importantes pour notre compréhension de base des processus évolutifs, ainsi que de la santé humaine et de l'amélioration des cultures. Alors que de nombreux facteurs sont connus pour affecter la méiose, dans nos recherches bibliographiques, nous avons identifié deux facteurs couramment rencontrés qui se distinguent comme étant capables de provoquer des échecs purs et simples des processus méiotiques, et donc probablement nécessitent une adaptation méiotique : la duplication du génome entier (WGD) et la température. Comment (et tout aussi important, pourquoi) des processus contraints tels que la méiose peuvent être modifiés par l'évolution sans affecter les rôles essentiels reste largement inconnu.

Un aspect de la méiose qui semble être particulièrement sensible à la perturbation est la suite de processus de gestion des chromosomes de la méiose I qui culminent dans la recombinaison homologue, l'appariement des chromosomes et la synapsis (Nebel & Hackett, 1961 Bayliss & Riley, 1972 Henderson, 1988 Loidl, 1989 Blat et al., 2002 ). Les échanges d'ADN qui en résultent sont très pertinents pour la génétique des populations et la sélection. Il est bien connu que les taux de croisement varient selon les espèces et même au sein de celles-ci (Sanchez-Moran et al., 2002 Lopez et al., 2012 Bauer et al., 2013 ), et une théorie extensive a cherché à expliquer les causes et les conséquences de cette variation (e.g. Otto & Barton, 1997 , 2001 Marais & Charlesworth, 2003 Roze & Barton, 2006 Webster & Hurst, 2012 ). Nous suggérons qu'au moins une partie de la variation du taux de croisement observée peut refléter la sensibilité particulière des composants méiotiques structurels à la perturbation, et pourrait être enracinée en partie dans l'adaptation méiotique aux défis génomiques ou environnementaux. Il reste beaucoup à découvrir sur l'évolution adaptative de la méiose, mais c'est maintenant une période passionnante où les résultats d'études plus anciennes qui ont démontré de nombreuses tendances pertinentes peuvent être revisités avec de nouvelles approches pour répondre à des questions de longue date.Pour contextualiser notre discussion, nous définissons les termes clés dans l'encadré 1 et illustrons les étapes méiotiques pertinentes et la progression de la formation des croisements dans l'encadré 2.

Encadré 1. Glossaire

Autopolyploïde : polyploïde résultant de la duplication du génome chez une seule espèce.

Allopolyploïde : polyploïde résultant de l'hybridation d'au moins des taxons génétiquement distincts, suivie d'une duplication du génome.

Néopolyploïde : polyploïde nouvellement formé, par exemple en quelques générations.

Axe: structure protéinique linéaire qui se forme à la base des boucles de chromatine, relie les chromatides sœurs et forme un contexte pour la formation et la maturation des croisements, ainsi que l'assemblage du complexe synaptonémique.

Complexe synaptonémique (SC) : structure protéique tripartite constituée d'un élément central qui se forme entre les éléments axiaux (appelés éléments latéraux dans SC) des chromosomes homologues au cours de la prophase méiotique I.

Chiasma : manifestation cytologique (visible en diakinèse-métaphase I) d'échange d'ADN entre chromosomes homologues.

Croisement (CO) : site physique d'échange d'ADN entre les chromosomes homologues.

Interférence croisée (COI) : le constat que les croisements se forment plus rarement à proximité les uns des autres que prévu par hasard.

Homologues : copies équivalentes de deux chromosomes chez les diploïdes, un est hérité de chaque parent.

Homéologues (ou homéologues) : chromosomes qui sont plus éloignés que les homologues et dérivés de génomes parentaux distincts, mais ont toujours clairement une origine commune.

Bivalent: chromosomes homologues appariés.

Multivalent : chromosomes associés en groupes de plus de deux (par exemple, les quadrivalents sont des groupes de quatre et les trivalents des groupes de trois).

Univalent: un chromosome non apparié qui se séparera de manière aléatoire dans la méiose I et/ou peut former des micronoyaux et donc ne pas être représenté dans les produits de la méiose I.

Encadré 2. Étapes clés de la prophase méiotique I pertinentes pour la formation de croisement et la synapsis

G2 : les doubles bandes bleues et rouges illustrent les chromatides sœurs répliquées (la synthèse d'ADN de chaque sœur se produit pendant la phase S préméiotique non illustrée ici). La partie agrandie (i) montre les deux homologues (rouge et bleu), chacun constitué de sœurs doubles identiques, avec des composants du complexe de cohésion (SYN1, SMC1/3 et SCC3) chargés comme foyers, créant ainsi un échafaudage pour le composants de l'axe spécifiques à la méiose ASY1/ASY3 pour se lier dans des foyers localisés (cercles bleus et verts). Les complexes de cassure double brin (DSB) de l'ADN contenant SPO11 et ses protéines accessoires (cercles noirs) se localisent dans les boucles de la chromatine, puis migrent vers les complexes de protoaxe pour créer des DSB (flèche grise). (ii) Un seul brin de chacun des homologues, avec un DSB réséqué sur l'un d'eux.

Leptotène : les chromosomes homologues s'apparient et s'alignent avec des nodules de recombinaison entre eux (cercles noirs). (iii) Les axes (constitués de cercles bleus et verts ASY1 et ASY3) forment des structures linéaires avec des boucles de chromatine s'étendant à partir d'eux. Les nodules de recombinaison (cercles noirs) sont constitués de complexes protéiques comprenant les recombinases RAD51 et DMC1 qui effectuent une recherche d'homologie de base d'ADN en envahissant le duplex homologue non-sœur. Cette étape d'« invasion de brins » est illustrée ci-dessous (iv).

Zygotène : les chromosomes restent alignés, mais moins de nodules de recombinaison sont présents. (v) Le complexe synaptonémal (SC), une structure protéique constituée principalement de la protéine de l'élément central ZYP1 chez les plantes, nuclée au niveau des nodules de recombinaison et commence à former des structures linéaires qui rapprochent les homologues. (vi) Les interactions d'invasion des brins sont stabilisées par extension de la séquence d'invasion.

Pachytène : la synapsis est complète, le SC s'étend sur toute la longueur de chaque bivalent et il reste peu de nodules de recombinaison. (vii) Le SC est devenu une structure linéaire couvrant les deux axes (maintenant appelés éléments latéraux). Les nodules de recombinaison mûrissant en tant que sites de croisement sont marqués comme un futur site de croisement (CO) par MLH1/3 et HEI10. (viii) Un intermédiaire de recombinaison à double jonction Holliday s'est formé entre les brins.

Diplotène/diacinèse : le SC et les axes se rompent et les chromosomes homologues restent attachés aux chiasmata (sites cytologiques des COs) (ix). (x) A ce stade, la double jonction Holliday a été résolue en un CO et les homologues se sont physiquement séparés.

Métaphase I : les chromosomes s'attachent au fuseau via leurs centromères et la tension s'accumule pour séparer les homologues qui restent attachés les uns aux autres par des chiasmata (xi). Au moins un seul CO « obligatoire » est essentiel pour une orientation correcte des chromosomes à la métaphase I (xi) afin que les homologues se séparent de manière fiable à anaphase I (xii). Les chromatides sœurs se séparent ensuite au cours de la méiose II.


Introduction

Historiquement, les réarrangements chromosomiques ont longtemps été reconnus comme une force motrice majeure favorisant la divergence (White, 1978), mais ce n'est que récemment que le rôle des réarrangements en tant que modificateurs de recombinaison a été reconnu et formalisé dans les modèles de suppression de recombinaison de la spéciation chromosomique (Noor et al., 2001 Rieseberg, 2001 Navarro et Barton, 2003 Ayala et Coluzzi, 2005). Ainsi, l'accent n'est plus mis sur la diminution de la valeur adaptative des hybrides chromosomiques, mais sur la suppression de la recombinaison entre les chromosomes réarrangés, entraînant une barrière partielle au flux de gènes entre les populations. L'association avec les événements de spéciation réside dans le lien étroit entre les réarrangements et l'isolement reproductif ou les gènes localement adaptatifs en raison de la suppression de la recombinaison chez les hétérozygotes chromosomiques. Ainsi, les réarrangements peuvent contribuer à la persistance des gènes d'isolement reproductif face au flux de gènes plus longtemps que s'ils étaient absents (Noor et al., 2001) et étendre l'action des gènes d'isolement liés sur des régions génomiques plus vastes que si aucun réarrangement n'était présent (Rieseberg, 2001 Butlin, 2005). L'émergence des modèles de suppression de recombinaison a stimulé une quantité considérable de données empiriques (par exemple, Lowry et Willis, 2010 Ayala et al., 2011 MacGaugh et Noor, 2012 Farré et al., 2013) et théoriques (par exemple, Kirkpatrick et Barton, 2006 Feder et Nosil, 2009 Faria et Navarro, 2010) explorant les conditions opérationnelles, les mécanismes et les processus impliqués. La plupart, sinon la totalité, de ces analyses se sont concentrées sur les inversions et les translocations réciproques, tandis que le réarrangement le plus répandu, la fusion/fission Robertsonienne (Rb), a reçu beaucoup moins d'attention (King, 1993).

Le but de la présente étude est d'évaluer l'effet de l'hétérozygotie pour les fusions Rb sur les modèles de recombinaison. Ces réarrangements consistent en la jonction de deux chromosomes acrocentriques non homologues par le centromère pour former un chromosome bi-armé. La souris domestique, Mus musculus domesticus, a été choisi comme modèle biologique pour plusieurs raisons. Premièrement, une grande diversité chromosomique par fixation des fusions Rb se produit tout au long de sa distribution et tous les chromosomes, à l'exception de la paire sexuelle, sont impliqués dans les fusions Rb dans les populations sauvages (Piálek et al., 2005). Deuxièmement, les niveaux de sous-dominance des hétérozygotes Rb simples, c'est-à-dire porteurs de trivalents formés par l'appariement de fusions Rb avec les deux acrocentriques homologues, sont bien documentés dans cette sous-espèce. En particulier, les données indiquent que l'hétérozygotie pour une fusion Rb unique a un effet limité sur la fitness hybride (Hauffe et Searle, 1998 Sans-Fuentes et al., 2010) dans ce cas, il n'y aura presque aucune contrainte sur sa probabilité de fixation, mais à l'inverse, sa contribution à l'isolement post-accouplement sera extrêmement réduite à moins qu'elle ne soit associée à des changements de schéma de recombinaison. Enfin, plusieurs études ont indiqué une réduction des taux de croisement chez les souris sauvages homozygotes Rb vs standard dans les régions centromériques proximales (Bidau et al., 2001, Castiglia et Capanna, 2002 Dumas et Britton-Davidian, 2002 Merico et al., 2003, 2013). Des analyses de taux de recombinaison chez des hétérozygotes Rb sauvages ont également été évaluées mais impliquent, dans la plupart des cas, des individus polymorphes, c'est-à-dire porteurs d'un nombre variable de bivalents et de trivalents Rb, ce qui rend difficile de démêler l'effet de chaque type de configuration méiotique (Wallace et al., 1992 Bidau et al., 2001 Castiglia et Capanna, 2002 Capilla et al., 2014). En revanche, des analyses approfondies des profils de recombinaison chez des hétérozygotes à Rb unique ont été effectuées par des tests génétiques dans des croisements entre différentes souches de laboratoire (Davisson et Akeson, 1993). La suppression de la recombinaison a été enregistrée dans presque toutes les fusions Rb testées, mais l'étendue de la suppression variait entre les chromosomes et les croisements, suggérant une influence du fond génétique sur ce trait. La présente analyse est réalisée sur des hybrides F1 mâles et femelles élevés en laboratoire (2m=31) entre deux races chromosomiques de la souris domestique (2m=40 et 2m=22) de Tunisie, ainsi que des souris capturées dans la nature couvrant la zone hybride entre deux races nord-italiennes (2m=40 et 2m=22). Dans les deux cas, des différences génomiques structurelles existent entre les races, car tous les chromosomes à l'exception de deux paires (une petite paire acrocentrique et les chromosomes sexuels) sont impliqués dans les fusions Rb. Les hybrides F1 tunisiens présentent une architecture méiotique homogène dans laquelle tous les chromosomes Rb sont présents sous forme de trivalents, alors que le nombre de fusions Rb (hétérozygotes et homozygotes) était variable chez les souris italiennes. Bien que les estimations cytogénétiques récentes de la recombinaison reposent sur l'analyse des foyers MLH1 (protéine de réparation des mésappariements) sur des complexes synaptonémiques (Anderson et al., 1999), la recombinaison a été évaluée dans la présente étude par des analyses du chiasma méiotique permettant des comparaisons directes avec des données précédemment publiées (Dumas et Britton-Davidian, 2002). Les effets de l'hétérozygotie Rb sur les schémas de recombinaison ont été identifiés en comparant l'évaluation basée sur le chiasma des souris F1 tunisiennes avec celles précédemment enregistrées pour le standard parental tunisien et les races Rb dont elles sont issues (Dumas et Britton-Davidian, 2002). Une estimation de la variation des taux de recombinaison a été approchée par comparaison avec les données des échantillons italiens. À partir de là, nous déduisons l'étendue et la distribution génomique de la barrière au flux génétique entre les races chromosomiques et discutons de la pertinence des réarrangements de Rb pour les processus d'isolement et de divergence reproductifs.


Rôles des centromères dans les processus spécifiques à la méiose

Pour les cellules en division mitotique, l'objectif ultime est d'assurer la ségrégation égale et fidèle de son ADN, de sorte que les cellules filles résultantes reçoivent des informations génomiques identiques (figure 1A). Dans la méiose, les divisions cellulaires ont des objectifs supplémentaires. Ici, la cellule vise également à recombiner son ADN et à réduire de moitié le contenu génomique (« divisions réductionnelles ») afin de créer des gamètes haploïdes (ovocytes ou spermatozoïdes) pour la reproduction sexuée. Ces objectifs sont atteints par deux divisions successives : la première entraîne la séparation des chromosomes homologues et la seconde division sépare les chromatides sœurs. La ségrégation des chromosomes au cours des deux divisions nécessite des centromères fonctionnels dans la plupart des organismes (figure 1A).

Adaptations spécifiques à la méiose des centromères

(UNE) Aperçu des stades méiotiques, mettant en évidence les rôles des centromères (carrés rouges) dans l'appariement et la recombinaison des chromosomes, et dans la ségrégation des chromosomes homologues et des chromatides sœurs. (B) Aperçu des étapes de la prophase méiotique I, détaillant les rôles du centromère dans l'appariement et la recombinaison des chromosomes SC, complexe synaptonémal (en jaune). (C) Couches de régulation assurant la libération progressive de la cohésine (REC8) dans l'anaphase I et l'anaphase II. Les groupes phosphate sont représentés par des cercles verts avec l'étiquette « P » PLK1, la kinase de type polo 1 CK1, la caséine kinase 1 DDK, la kinase dépendante de Dbf4 PP2A, la protéine phosphatase 2A.

(UNE) Aperçu des stades méiotiques, mettant en évidence les rôles des centromères (carrés rouges) dans l'appariement et la recombinaison des chromosomes, et dans la ségrégation des chromosomes homologues et des chromatides sœurs. (B) Aperçu des étapes de la prophase méiotique I, détaillant les rôles du centromère dans l'appariement et la recombinaison des chromosomes SC, complexe synaptonémal (en jaune). (C) Couches de régulation assurant la libération progressive de la cohésine (REC8) dans l'anaphase I et l'anaphase II. Les groupes phosphate sont représentés par des cercles verts avec l'étiquette « P » PLK1, la kinase de type polo 1 CK1, la caséine kinase 1 DDK, la kinase dépendante de Dbf4 PP2A, la protéine phosphatase 2A.

Seuls quelques processus clés distinguent la méiose de la mitose, qui comprennent l'appariement des chromosomes homologues, la synapsis et la recombinaison, ainsi que la séparation progressive des chromosomes. Ceci est bien illustré par le Arabidopsis thaliana MiMe (Mitose au lieu de Méiose) phénotype dans lequel trois mutations (dans Atspo11-1, Atrec-8 et osd-1) suffisent à perturber ces étapes et à ramener la méiose à la mitose [9]. mutations de Atspo-11 altérer l'appariement, la synapsis et la recombinaison des chromosomes homologues Atrec-8 les mutations changent la première division méiotique en une division mitotique et osd-1 les mutants sautent la deuxième division méiotique. Ces événements spécifiques à la méiose ont probablement conduit à l'émergence de rôles du centromère qui vont au-delà de la séparation des chromosomes et affectent des processus tels que l'appariement des chromosomes, la synapsis et la cohésion des homologues pour permettre la libération rapide des chromatides sœurs.

Pour permettre la recombinaison au début de la prophase I, les chromosomes doivent d'abord se rapprocher les uns des autres. Au cours de ce processus, les centromères agissent comme des sites d'interaction préférentiels pour les chromosomes (Figure 1B) [10]. C'est ce qu'on appelle le couplage des centromères, qui a été décrit pour la première fois chez la levure bourgeonnante et implique l'association entre les centromères qui peuvent résider sur des chromosomes homologues ou non homologues [11]. Le couplage des centromères précède normalement l'appariement des centromères, qui ne fait référence qu'aux associations entre chromosomes homologues. Le centromère est le site principal de l'appariement des chromosomes homologues, bien que ce processus puisse également être réalisé par la région subtélomérique, comme le montre le blé tendre panifiable Triticum aestivum [12]. Bien que le couplage et l'appariement des centromères soient tous deux importants pour la recombinaison dans la méiose ultérieure, ils semblent reposer sur des mécanismes moléculaires différents et ne dépendent pas les uns des autres [13,14]. En fait, l'appariement des centromères est stable chez les mutants qui affectent le couplage des centromères [14].

Une fois que les centromères ou les télomères sont appariés, les chromosomes entiers s'apparient dans un processus connu sous le nom de synapsis. Les centromères se sont avérés être les principaux sites d'initiation des synapses chez plusieurs espèces (Figure 1B) [15–18]. Une étude chez la levure bourgeonnante a montré que le composant principal du complexe synaptonémal, Zip1, s'associe aux centromères. La polymérisation de Zip1 au niveau du centromère déclenche alors la synapse, qui s'étend le long des axes chromosomiques [15]. La synapsis peut également se produire à des emplacements non centromériques chez la levure bourgeonnante, mais elle dépend alors principalement de Zip3, un composant du complexe d'initiation synaptique [15]. Dans Drosophila melanogaster ovocytes, la protéine C[3]G (un homologue de Zip1) forme des foyers qui co-localisent avec des centromères groupés (appelés chromocentres). Comme dans la levure, le D. melanogaster le chromocentre n'est pas le seul site d'initiation synaptique [16,17]. Fait intéressant, les événements de recombinaison qui suivent la synapse pendant le pachytène sont supprimés près du centromère [19,20]. Chez la levure bourgeonnante, ce mécanisme répressif dépend de multiples facteurs méiotiques, dont l'ATPase Pch2, la sous-unité Orc1 du complexe de reconnaissance d'origine et le complexe kinétochore Ctf19 [21,22]. Ces facteurs agissent à plusieurs niveaux pour inhiber les croisements près du centromère, en empêchant à la fois les cassures méiotiques double brin (DSB) ainsi que la réparation inter-homologue [21,22]. Dans la levure de fission Schizosaccharomyces pombe, l'hétérochromatine joue un rôle majeur dans la répression de la recombinaison méiotique au niveau du centromère. Les souches déficientes dans la voie d'interférence ARN ou l'histone H3K9 méthyltransférase, qui sont toutes deux nécessaires au maintien de l'hétérochromatine péricentrique chez S. pombe, a montré une augmentation spectaculaire de la formation et de la recombinaison des DSB aux emplacements péricentriques [23].

Après la recombinaison, la ségrégation par étapes réussie des chromosomes méiotiques, des homologues lors de la première division et des chromatides sœurs lors de la deuxième division, repose sur un fuseau méiotique fonctionnel et la libération soigneusement contrôlée de cohésion au centromère (Figure 1C) [24,25 ]. Chez la levure à fission, les télomères et les centromères peuvent favoriser l'assemblage du fuseau méiotique [26]. Les télomères groupés (bouquet de télomères) stimulent l'accumulation de Sad1, un composant crucial pour la formation du fuseau, au niveau du corps polaire du fuseau (l'équivalent en levure du centrosome). Cette capacité est partagée par le centromère, qui permet aux deux structures chromosomiques de stimuler la formation du fuseau méiotique et de contrôler le bon comportement du centrosome [26].

La libération contrôlée de cohésion au centromère dépend principalement du composant de cohésine spécifique à la méiose REC8 [27-29]. Il a été spécifiquement impliqué dans la cohésion centromérique entre les chromatides sœurs, empêchant leur séparation prématurée lors de la première division méiotique [28,30]. REC8 est présent sur les sites centromériques jusqu'à l'anaphase de la méiose II, moment auquel la séparase la clive et permet ainsi la séparation des chromatides sœurs (figure 1C). Il existe des couches de contrôle complexes qui protègent REC8 d'une élimination précoce, qui repose fortement sur les événements de phosphorylation. Plusieurs protéines kinases, dont PLK-1, CK1 delta/epsilon et DDK, ainsi que des protéines phosphatases (par exemple PP2A) régulent le fonctionnement de REC8 au centromère [27, 31-33]. Ces événements de phosphorylation sont eux-mêmes contrôlés par des facteurs protéiques supplémentaires, y compris Shugoshin, qui est capable de se lier à PP2A et de contrecarrer la phosphorylation de REC8 centromérique [34,35].

La régulation multicouche de REC8 est un bon exemple de la façon dont les centromères se sont adaptés aux besoins spécifiques de la méiose, tout en conservant leur rôle crucial dans la ségrégation des chromosomes. De plus, comme illustré par le couplage et l'appariement des centromères, le centromère a acquis des rôles supplémentaires spécifiques à la prophase I de la méiose, facilitant la recombinaison réussie des chromosomes homologues.


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Mots clés : méiose, point de contrôle d'assemblage du fuseau, Mps1, Bub1, BubR1/Mad3, kinases de type Aurora B, protection de la cohésine, congression chromosomique

Citation : Marston AL et Wassmann K (2017) Devoirs multiples pour les kinases de point de contrôle d'assemblage de broche dans la méiose. Devant. Dév. Biol. 5:109. doi: 10.3389/fcell.2017.00109

Reçu : 02 octobre 2017 Accepté : 28 novembre 2017
Publication : 13 décembre 2017.

M&# x000F3nica Pradillo, Université Complutense de Madrid, Espagne
Daniel Leslie Fisher, Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS), France

Copyright © 2017 Marston et Wassmann. Il s'agit d'un article en libre accès distribué sous les termes de la Creative Commons Attribution License (CC BY). L'utilisation, la distribution ou la reproduction dans d'autres forums est autorisée, à condition que le ou les auteurs originaux ou le concédant de licence soient crédités et que la publication originale dans cette revue soit citée, conformément à la pratique académique acceptée. Aucune utilisation, distribution ou reproduction non conforme à ces conditions n'est autorisée.


Facteurs sous-jacents à la localisation de croisement restreint dans la méiose de l'orge

La recombinaison méiotique entraîne la formation de structures cytologiques appelées chiasmata sur les sites de croisements génétiques (CO). La formation d'au moins un chiasma/CO entre les paires de chromosomes homologues est essentielle pour une ségrégation précise des chromosomes lors de la première division méiotique ainsi que pour générer une variation génétique. Bien que les cassures double brin de l'ADN, qui initient la recombinaison, soient largement distribuées le long des chromosomes, cela ne se reflète pas nécessairement dans la distribution du chiasma. Chez de nombreuses espèces, les chiasmas ont tendance à se répartir dans les régions favorisées le long des chromosomes, tandis que chez d'autres, comme l'orge et certaines autres graminées, la localisation des chiasmas est extrêmement prononcée. La localisation du chiasma dans les régions distales des chromosomes de l'orge restreint la variation génétique disponible pour les sélectionneurs. Les études examinées ici commencent à fournir une explication de la localisation du chiasma chez l'orge. De plus, ils suggèrent une voie potentielle pour manipuler la distribution des chiasmas qui pourrait être utile aux phytogénéticiens.


Chapitre 13 – Méiose et cycles de vie sexuelle – Aperçu de la conférence

· Les organismes vivants se distinguent par leur capacité à reproduire leur propre espèce.

· La progéniture ressemble davantage à ses parents qu'à des individus moins étroitement apparentés de la même espèce.

· La transmission de traits d'une génération à l'autre est appelée hérédité ou héritage.

· Cependant, la progéniture diffère quelque peu des parents et des frères et sœurs, démontrant des variations.

· Les agriculteurs ont élevé des plantes et des animaux pour les traits souhaités pendant des milliers d'années, mais les mécanismes de l'hérédité et de la variation ont échappé aux biologistes jusqu'au développement de la génétique au 20e siècle.

· La génétique est l'étude scientifique de l'hérédité et de la variation.

1. La progéniture acquiert les gènes des parents en héritant des chromosomes.

· Les parents dotent leur progéniture d'informations codées sous forme de gènes.

° Votre génome est composé des dizaines de milliers de gènes que vous avez hérités de votre mère et de votre père.

· Les gènes programment des traits spécifiques qui émergent au fur et à mesure que nous nous développons d'œufs fécondés en adultes.

· Les gènes sont des segments d'ADN. L'information génétique est transmise sous forme de séquences spécifiques des quatre désoxyribonucléotides de l'ADN.

° Ceci est analogue à l'information symbolique du langage dans laquelle les mots et les phrases sont traduits en images mentales.

° Les cellules traduisent les « phrases » génétiques en taches de rousseur et autres caractéristiques sans aucune ressemblance avec les gènes.

· La plupart des gènes programment les cellules pour synthétiser des enzymes spécifiques et d'autres protéines dont l'action cumulative produit les traits hérités d'un organisme.

· La transmission des traits héréditaires a sa base moléculaire dans la réplication précise de l'ADN.

° Cela produit des copies de gènes qui peuvent être transmises des parents à la progéniture.

· Chez les plantes et les animaux, les spermatozoïdes et les ovules (ovules non fécondés) transmettent des gènes d'une génération à l'autre.

· Après la fécondation (fusion d'un spermatozoïde et d'un ovule), les gènes des deux parents sont présents dans le noyau de l'ovule fécondé, ou zygote.

· Presque tout l'ADN d'une cellule eucaryote est subdivisé en chromosomes dans le noyau.

° De petites quantités d'ADN se trouvent également dans les mitochondries et les chloroplastes.

· Chaque espèce vivante possède un nombre caractéristique de chromosomes.

° Les humains ont 46 chromosomes dans presque toutes leurs cellules.

· Chaque chromosome est constitué d'une seule molécule d'ADN associée à diverses protéines.

· Chaque chromosome possède des centaines ou des milliers de gènes, chacun à un endroit précis, son lieu.

2. Comme engendre plus ou moins comme : une comparaison de la reproduction asexuée et sexuée.

· Seuls les organismes qui se reproduisent de manière asexuée peuvent produire des descendants qui sont des copies exactes d'eux-mêmes.

· Dans reproduction asexuée, un seul individu est le seul parent à donner des gènes à sa progéniture.

° Les eucaryotes unicellulaires peuvent se reproduire de manière asexuée par division cellulaire mitotique pour produire deux cellules filles génétiquement identiques.

° Certains eucaryotes multicellulaires, comme Hydra, peuvent se reproduire par bourgeonnement, produisant une masse de cellules par mitose.

· Un individu qui se reproduit de manière asexuée donne lieu à un cloner, un groupe d'individus génétiquement identiques.

° Les membres d'un clone peuvent être génétiquement différents en raison d'une mutation.

· Dans reproduction sexuée, deux parents produisent une progéniture qui ont des combinaisons uniques de gènes hérités des deux parents.

· Contrairement à un clone, la progéniture produite par reproduction sexuée varie génétiquement de ses frères et sœurs et de ses parents.

B. Le rôle de la méiose dans les cycles de vie sexuels

· UNE cycle de la vie est la séquence d'étapes de génération en génération dans l'histoire de la reproduction d'un organisme.

° Elle commence dès la conception d'un organisme et se poursuit jusqu'à ce que l'organisme produise sa propre progéniture.

1. Les cellules humaines contiennent des ensembles de chromosomes.

· Chez l'homme, chaque cellule somatique (toutes les cellules autres que le sperme ou l'ovule) a 46 chromosomes.

° Chaque chromosome peut être distingué par sa taille, la position du centromère et le schéma de coloration avec certains colorants.

· Les images des 46 chromosomes humains peuvent être disposées par paires par ordre de taille pour produire un caryotype affichage.

° Les deux chromosomes constituant une paire ont la même longueur, la même position centromère et le même schéma de coloration.

° Ces chromosome homologue les paires portent des gènes qui contrôlent les mêmes caractères hérités.

· Deux distincts chromosomes sexuels, le X et le Y, sont une exception au schéma général des chromosomes homologues dans les cellules somatiques humaines.

· Les 22 autres paires sont appelées autosomes.

· Le modèle de transmission des chromosomes sexuels détermine le sexe d'un individu.

° Les femelles humaines ont une paire homologue de chromosomes X (XX).

° Les humains mâles ont un chromosome X et un chromosome Y (XY).

· Seules de petites parties de X et Y sont homologues.

° La plupart des gènes portés sur le chromosome X n'ont pas d'homologues sur le minuscule Y.

° Le chromosome Y possède également des gènes non présents sur le chromosome X.

· L'apparition de paires homologues de chromosomes est une conséquence de la reproduction sexuée.

· Nous héritons d'un chromosome de chaque paire homologue de chaque parent.

° Les 46 chromosomes de chaque cellule somatique sont deux séries de 23, une série maternelle (de votre mère) et une série paternelle (de votre père).

· Le nombre de chromosomes dans un seul jeu est représenté par n.

· Toute cellule avec deux ensembles de chromosomes est appelée un cellule diploïde et a un nombre diploïde de chromosomes, abrégé en 2n.

· Spermatozoïdes ou ovules (gamètes) n'ont qu'un seul jeu de chromosomes : 22 autosomes et un X (dans un ovule) et 22 autosomes et un X ou un Y (dans un spermatozoïde).

· Un gamète avec un seul jeu de chromosomes est haploïde, abrégé en n.

· Toute espèce se reproduisant sexuellement a un nombre caractéristique de chromosomes haploïdes et diploïdes.

° Pour l'homme, le nombre haploïde de chromosomes est 23 (n = 23), et le nombre diploïde est 46 (2n = 46).

2. Discutons du rôle de la méiose dans le cycle de vie humain.

· Le cycle de vie humain commence lorsqu'un spermatozoïde haploïde fusionne avec un ovule haploïde.

· Ces cellules fusionnent (syngamie), résultant en fertilisation.

· L'œuf fécondé (zygote) est diploïde car il contient deux ensembles haploïdes de chromosomes portant des gènes des lignées familiales maternelle et paternelle.

· Au fur et à mesure qu'un organisme se développe d'un zygote à un adulte sexuellement mature, la mitose génère toutes les cellules somatiques du corps.

° Chaque cellule somatique contient un ensemble complet de chromosomes diploïdes.

· Les gamètes, qui se développent dans les gonades (testicules ou ovaires), ne sont pas produits par mitose.

° Si les gamètes étaient produits par mitose, la fusion des gamètes produirait une descendance avec quatre jeux de chromosomes après une génération, huit après une seconde, et ainsi de suite.

· Au lieu de cela, les gamètes subissent le processus de méiose dans lequel le nombre de chromosomes est divisé par deux.

° Les spermatozoïdes ou ovules humains ont un ensemble haploïde de 23 chromosomes différents, un pour chaque paire homologue.

· La fécondation restaure l'état diploïde en combinant deux ensembles haploïdes de chromosomes.

3. Les organismes présentent une variété de cycles de vie sexuels.

· La fécondation et la méiose alternent dans tous les cycles de vie sexuelle.

· Cependant, le moment de la méiose et de la fécondation varie d'une espèce à l'autre.

· Ces variations peuvent être regroupées en trois principaux types de cycles de vie.

· Chez la plupart des animaux, y compris les humains, les gamètes sont les seules cellules haploïdes.

° Les gamètes ne se divisent pas mais fusionnent pour former un zygote diploïde qui se divise par mitose pour produire un organisme multicellulaire.

· Les plantes et certaines algues ont un deuxième type de cycle de vie appelé alternance des générations.

° Ce cycle de vie comprend deux stades multicellulaires, un haploïde et un diploïde.

° Le stade diploïde multicellulaire est appelé le sporophyte.

° La méiose dans le sporophyte produit des haploïdes spores qui se développent par mitose en haploïde gamétophyte organiser.

° Les gamètes produits par mitose par le gamétophyte fusionnent pour former le zygote, qui se développe dans le sporophyte par mitose.

· La plupart des champignons et certains protistes ont un troisième type de cycle de vie.

° Les gamètes fusionnent pour former un zygote, qui est la seule phase diploïde.

° Le zygote subit une méiose pour produire des cellules haploïdes.

° Ces cellules haploïdes se développent par mitose pour former l'organisme adulte multicellulaire haploïde.

° L'adulte haploïde produit des gamètes par mitose.

· Notez que les cellules haploïdes ou diploïdes peuvent se diviser par mitose, selon le type de cycle de vie. Cependant, seules les cellules diploïdes peuvent subir une méiose.

· Bien que les trois types de cycles de vie sexuels diffèrent dans le moment de la méiose et de la fécondation, ils partagent une caractéristique fondamentale : chaque cycle de réduction de moitié et de doublement des chromosomes contribue à la variation génétique parmi la progéniture.

4. La méiose réduit le nombre de chromosomes de diploïde à haploïde.

· De nombreuses étapes de la méiose ressemblent aux étapes de la mitose.

° Les deux sont précédés de la réplication des chromosomes.

· Cependant, dans la méiose, il y a deux divisions cellulaires consécutives, méiose je et méiose II, résultant en quatre cellules filles.

° La première division, la méiose I, sépare les chromosomes homologues.

° La seconde, la méiose II, sépare les chromatides sœurs.

· Les quatre cellules filles ont deux fois moins de chromosomes que la cellule mère.

· La méiose I est précédée de interphase, dans laquelle les chromosomes sont répliqués pour former des chromatides sœurs.

° Celles-ci sont génétiquement identiques et réunies au centromère.

° Le centrosome unique est répliqué, formant deux centrosomes.

· La division dans la méiose I se produit en quatre phases : prophase I, métaphase I, anaphase I et télophase I.

· La prophase I occupe généralement plus de 90 % du temps nécessaire à la méiose.

· Pendant la prophase I, les chromosomes commencent à se condenser.

· Les chromosomes homologues s'apparient de manière lâche le long de leur longueur, alignés avec précision gène pour gène.

° Lors du croisement, les molécules d'ADN des chromatides non sœurs se brisent aux endroits correspondants puis rejoignent l'autre chromatide.

° Dans la synapsis, une structure protéique appelée complexe synaptonémique se forme entre les homologues, les maintenant étroitement ensemble sur toute leur longueur.

° Au fur et à mesure que le complexe synaptonémique se désassemble à la fin de la prophase, chaque paire de chromosomes devient visible comme un tétrade, ou groupe de quatre chromatides.

° Chaque tétrade a un ou plusieurs chiasmata, sites où les chromatides des chromosomes homologues se sont croisées et des segments des chromatides ont été échangés.

° Des microtubules fusiformes se forment à partir des centrosomes, qui se sont déplacés vers les pôles.

° La rupture de l'enveloppe nucléaire et des nucléoles a lieu.

° Les kinétochores de chaque homologue se fixent aux microtubules d'un des pôles.

· À la métaphase I, les tétrades sont toutes disposées sur la plaque métaphasique, avec un chromosome face à chaque pôle.

° Les microtubules d'un pôle sont attachés au kinétochore d'un chromosome de chaque tétrade, tandis que ceux de l'autre pôle sont attachés à l'autre.

· En anaphase I, les chromosomes homologues se séparent. Un chromosome se déplace vers chaque pôle, guidé par l'appareil à fuseau.

· Les chromatides sœurs restent attachées au centromère et se déplacent en une seule unité vers le pôle.

Télophase I et cytokinèse

· Dans la télophase I, le mouvement des chromosomes homologues se poursuit jusqu'à ce qu'il y ait un ensemble haploïde à chaque pôle.

° Chaque chromosome est constitué de deux chromatides sœurs.

· La cytokinèse se produit généralement simultanément, par les mêmes mécanismes que la mitose.

° Dans les cellules animales, un sillon de clivage se forme. Dans les cellules végétales, une plaque cellulaire se forme.

· Aucune réplication chromosomique ne se produit entre la fin de la méiose I et le début de la méiose II, car les chromosomes sont déjà répliqués.

· La méiose II est très similaire à la mitose.

° Au cours de la prophase II, un appareil à fuseau se forme et se fixe aux kinétochores de chaque chromatide sœur.

§ Les fibres fusiformes d'un pôle s'attachent au kinétochore d'une chromatide sœur, et celles de l'autre pôle s'attachent au kinétochore de l'autre chromatide sœur.

· À la métaphase II, les chromatides sœurs sont disposées au niveau de la plaque métaphasique.

° En raison du croisement dans la méiose I, les deux chromatides sœurs de chaque chromosome ne sont plus génétiquement identiques.

° Les kinétochores des chromatides sœurs s'attachent aux microtubules partant des pôles opposés.

· À l'anaphase II, les centomères des chromatides sœurs se séparent et deux nouveaux chromosomes individuels se déplacent vers les pôles opposés.

· En télophase II, les chromosomes arrivent aux pôles opposés.

° Des noyaux se forment autour des chromosomes, qui commencent à se dilater, et la cytokinèse sépare le cytoplasme.

· À la fin de la méiose, il existe quatre cellules filles haploïdes.

5. Il existe des différences clés entre la mitose et la méiose.

· La mitose et la méiose présentent plusieurs différences clés.

° Le nombre de chromosomes est réduit de diploïde à haploïde en méiose mais est conservé en mitose.

° La mitose produit des cellules filles génétiquement identiques au parent et entre elles.

° La méiose produit des cellules génétiquement distinctes de la cellule mère et les unes des autres.

· Trois événements, propres à la méiose, se produisent au cours du premier cycle de division.

1. Au cours de la prophase I de la méiose, les chromosomes homologues répliqués s'alignent et deviennent physiquement connectés sur leur longueur par un complexe protéique semblable à une fermeture à glissière, le complexe synaptonémal, dans un processus appelé synapsis. Un réarrangement génétique entre les chromatides non sœurs appelé croisement se produit également. Une fois le complexe synaptonémique désassemblé, les chromosomes homologues joints sont visibles sous la forme d'une tétrade. Les régions en forme de X appelées chiasmata sont visibles comme la manifestation physique du croisement. La synapsis et le croisement ne se produisent pas dans la mitose.

2. À la métaphase I de la méiose, des paires homologues de chromosomes s'alignent le long de la plaque métaphasique. Dans la mitose, les chromosomes répliqués individuels s'alignent le long de la plaque métaphasique.

3. À l'anaphase I de la méiose, ce sont les chromosomes homologues, et non les chromatides sœurs, qui se séparent et sont transportés aux pôles opposés de la cellule. Les chromatides sœurs de chaque chromosome répliqué restent attachées. Lors de la mitose, les chromatides sœurs se séparent pour devenir des chromosomes individuels.

· La méiose I est appelée division réductionnelle car elle divise par deux le nombre d'ensembles de chromosomes par cellule, une réduction de l'état diploïde à l'état haploïde.

· Les chromatides sœurs se séparent au cours de la deuxième division de la méiose, la méiose II.

C. Origines de la variation génétique

· Quelle est l'origine de la variation génétique ?

· Les mutations sont la source originelle de la diversité génétique.

· Une fois que différentes versions de gènes surviennent par mutation, le remaniement pendant la méiose et la fécondation produisent une progéniture avec leur propre ensemble unique de traits.

1. Les cycles de vie sexués produisent une variation génétique parmi la progéniture.

· Le comportement des chromosomes pendant la méiose et la fécondation est responsable de la plupart des variations qui surviennent à chaque génération.

· Trois mécanismes contribuent à la variation génétique :

1. Assortiment indépendant de chromosomes.

· Assortiment indépendant de chromosomes contribue à la variabilité génétique en raison de l'orientation aléatoire des paires homologues de chromosomes au niveau de la plaque métaphasique au cours de la méiose I.

° Il y a cinquante-cinquante chances qu'une cellule fille particulière de la méiose I reçoive le chromosome maternel d'une certaine paire homologue et cinquante-cinquante chances qu'elle reçoive le chromosome paternel.

· Chaque paire de chromosomes homologues se sépare indépendamment des autres paires homologues au cours de la métaphase I.

· Par conséquent, la première division méiotique aboutit à un assortiment indépendant de chromosomes maternels et paternels en cellules filles.

· Le nombre de combinaisons possibles lorsque les chromosomes s'assortissent indépendamment en gamètes est 2n, où n est le nombre haploïde de l'organisme.

° Si n = 3, il y a 23 = 8 combinaisons possibles.

° Pour les humains avec n = 23, il y a 223, soit plus de 8 millions de combinaisons possibles de chromosomes.

· Traverser produit chromosomes recombinants, qui combinent les gènes hérités de chaque parent.

· Le croisement commence très tôt dans la prophase I lorsque les chromosomes homologues s'apparient gène par gène.

· En se croisant, des portions homologues de deux chromatides non sœurs échangent leurs places.

° Pour l'homme, cela se produit en moyenne une à trois fois par paire de chromosomes.

· Des recherches récentes suggèrent que, dans certains organismes, le croisement peut être essentiel pour la synapse et le bon assortiment de chromosomes dans la méiose I.

· Le croisement, en combinant l'ADN hérité de deux parents en un seul chromosome, est une source importante de variation génétique.

· À la métaphase II, les chromatides sœurs non identiques trient indépendamment les unes des autres, augmentant encore plus le nombre de types génétiques de cellules filles qui sont formées par la méiose.

· Les caractère aléatoire de la fécondation ajoute à la variation génétique résultant de la méiose.

· N'importe quel spermatozoïde peut fusionner avec n'importe quel ovule.

° L'ovule est l'une des plus de 8 millions de combinaisons chromosomiques possibles.

° Le sperme réussi est l'une des plus de 8 millions de possibilités.

° Le zygote résultant pourrait contenir l'une des 70 000 milliards de combinaisons possibles de chromosomes.

° Le croisement ajoute encore plus de variation à cela.

· Chaque zygote a une identité génétique unique.

· Les trois sources de variabilité génétique dans un organisme se reproduisant sexuellement sont :

1. Assortiment indépendant de chromosomes homologues pendant la méiose I et de chromatides sœurs non identiques pendant la méiose II.

2. Croisement entre chromosomes homologues pendant la prophase I.

3. Fécondation aléatoire d'un ovule par un spermatozoïde.

· Les trois mécanismes remanient les divers gènes portés par les membres individuels d'une population.

2. L'adaptation évolutive dépend de la variation génétique d'une population.

· Darwin a reconnu l'importance de la variation génétique dans l'évolution.

° Une population évolue grâce au succès de reproduction différentiel de ses membres variants.

° Les individus les mieux adaptés à l'environnement local laissent le plus de descendants, transmettant ainsi leurs gènes.

· Cette sélection naturelle se traduit par l'adaptation, l'accumulation de variations génétiques favorables.

· Si l'environnement change ou qu'une population se déplace vers un nouvel environnement, de nouvelles combinaisons génétiques qui fonctionnent le mieux dans les nouvelles conditions produiront plus de descendants, et ces gènes augmenteront.

° Les gènes autrefois favorisés vont diminuer.

· Le sexe et la mutation génèrent continuellement une nouvelle variabilité génétique.

· Bien que Darwin ait réalisé que la variation héréditaire rend l'évolution possible, il n'avait pas de théorie de l'hérédité.

· Gregor Mendel, un contemporain de Darwin, a publié une théorie de l'hérédité qui a soutenu la théorie de Darwin.

° Cependant, ce travail était en grande partie inconnu jusqu'en 1900, après que Darwin et Mendel étaient tous deux morts depuis plus de 15 ans.