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Taille des mammifères et épaisseur de la paroi capillaire


Comment l'épaisseur de la paroi capillaire varie-t-elle avec la taille de l'animal ?


Contexte/contexte de la question :

Parmi les éléments suivants, la figure 1 est la plus cohérente avec le fait qu'en général, les petits mammifères ont :

A] parois capillaires plus épaisses que les grands mammifères.

B] un métabolisme plus rapide que les grands mammifères.

C] des rapports surface/volume plus petits que les grands mammifères.

D] capillaires de section transversale plus variable que les grands mammifères


Mon travail :

Parmi les éléments suivants, la figure 1 est la plus cohérente avec le fait qu'en général, les petits mammifères ont :

A] parois capillaires plus épaisses que les grands mammifères.

B] (bonne réponse) un taux métabolique plus rapide que celui des grands mammifères. Ceci est correct car un animal plus petit a un rapport surface/volume plus élevé et donc rayonne/perd de la chaleur plus rapidement, et doit donc métaboliser les aliments plus rapidement pour maintenir sa température.

C] rapports surface/volume inférieurs à ceux des grands mammifères. C'est faux car un objet plus petit a une plus grande surface par volume

D] capillaires de section transversale plus variable que les grands mammifères

Mon problème: J'essaie de comprendre pourquoi A et D ont tort.

Je ne trouve rien sur Internet sur la façon dont l'épaisseur de la paroi capillaire (choix de réponse A) ou la section transversale capillaire (choix de réponse D) varient avec la taille de l'animal.

Si je devais deviner en fonction du stimulus :

Pour le choix de réponse A : D'après le graphique, nous savons que les animaux plus petits ont moins de pression partielle d'oxygène (car ils se trouvent à droite) et moins de saturation en HB (car leurs courbes se trouvent en bas). Si les parois capillaires étaient plus épaisses, je pense que cela signifie que la pression partielle d'oxygène serait PLUS GRANDE. C'est à dire. si je pense à un ballon à paroi très épaisse, il serait plus difficile de gonfler et d'augmenter de volume (et donc d'avoir une pression plus élevée) qu'un ballon à paroi mince. Cependant, comme je sais que C est la bonne réponse, A (et mon raisonnement ci-dessus) doit tous les deux être faux.

Pour le choix de réponse D : Je ne sais pas vraiment comment la variation de la section transversale aurait un effet. Peut-être en créant un goulot d'étranglement et en augmentant ainsi la pression ?


Le coeur de mammifère

Le cœur est un muscle complexe qui pompe le sang à travers les trois divisions du système circulatoire : coronaire (vaisseaux qui desservent le cœur), pulmonaire (cœur et poumons) et systémique (systèmes du corps). La circulation coronarienne intrinsèque au cœur prélève le sang directement de l'artère principale (aorte) en provenance du cœur. Pour la circulation pulmonaire et systémique, le cœur doit pomper le sang vers les poumons ou le reste du corps, respectivement. La distance plus courte pour pomper signifie que la paroi musculaire du côté droit du cœur n'est pas aussi épaisse que le côté gauche qui doit avoir une pression suffisante pour pomper le sang jusqu'au gros orteil.

Le système circulatoire des mammifères est divisé en trois circuits : le circuit systémique, le circuit pulmonaire et le circuit coronaire. Le sang est pompé des veines du circuit systémique dans l'oreillette droite du cœur, puis dans le ventricule droit. Le sang pénètre alors dans le circuit pulmonaire, et est oxygéné par les poumons. Du circuit pulmonaire, le sang rentre dans le cœur par l'oreillette gauche. Du ventricule gauche, le sang rentre dans le circuit systémique par l'aorte et est distribué dans le reste du corps. Le circuit coronaire, qui fournit le sang au cœur, n'est pas représenté.


40.3 Cœur et vaisseaux sanguins des mammifères

À la fin de cette section, vous serez en mesure d'effectuer les opérations suivantes :

  • Décrire la structure du cœur et expliquer en quoi le muscle cardiaque est différent des autres muscles
  • Décrire le cycle cardiaque
  • Expliquer la structure des artères, des veines et des capillaires, et comment le sang circule dans le corps

Le cœur est un muscle complexe qui pompe le sang à travers les trois divisions du système circulatoire : coronaire (vaisseaux qui desservent le cœur), pulmonaire (cœur et poumons) et systémique (systèmes du corps), comme le montre la figure 40.10. La circulation coronarienne intrinsèque au cœur prélève le sang directement de l'artère principale (aorte) en provenance du cœur. Pour la circulation pulmonaire et systémique, le cœur doit pomper le sang vers les poumons ou le reste du corps, respectivement. Chez les vertébrés, les poumons sont relativement proches du cœur dans la cavité thoracique. La distance plus courte pour pomper signifie que la paroi musculaire du côté droit du cœur n'est pas aussi épaisse que le côté gauche qui doit avoir une pression suffisante pour pomper le sang jusqu'au gros orteil.

Connexion visuelle

Laquelle des affirmations suivantes concernant le système circulatoire est fausse ?

  1. Le sang dans la veine pulmonaire est désoxygéné.
  2. Le sang de la veine cave inférieure est désoxygéné.
  3. Le sang dans l'artère pulmonaire est désoxygéné.
  4. Le sang dans l'aorte est oxygéné.

Structure du coeur

Le muscle cardiaque est asymétrique en raison de la distance que le sang doit parcourir dans les circuits pulmonaire et systémique. Étant donné que le côté droit du cœur envoie le sang vers le circuit pulmonaire, il est plus petit que le côté gauche qui doit envoyer le sang à tout le corps dans le circuit systémique, comme le montre la figure 40.11. Chez l'homme, le cœur a à peu près la taille d'un poing fermé, il est divisé en quatre chambres : deux oreillettes et deux ventricules. Il y a une oreillette et un ventricule du côté droit et une oreillette et un ventricule du côté gauche. Les oreillettes sont les chambres qui reçoivent le sang et les ventricules sont les chambres qui pompent le sang. L'oreillette droite reçoit le sang désoxygéné de la veine cave supérieure, qui draine le sang de la veine jugulaire qui vient du cerveau et des veines qui viennent des bras, ainsi que de la veine cave inférieure qui draine le sang des veines qui viennent des organes inférieurs et des jambes. De plus, l'oreillette droite reçoit le sang du sinus coronaire qui draine le sang désoxygéné du cœur lui-même. Ce sang désoxygéné passe ensuite dans le ventricule droit par la valve auriculo-ventriculaire ou la valve tricuspide, un lambeau de tissu conjonctif qui s'ouvre dans un seul sens pour empêcher le reflux du sang. La valve séparant les chambres du côté gauche de la valve cardiaque est appelée valve biscuspide ou mitrale. Une fois rempli, le ventricule droit pompe le sang dans les artères pulmonaires, contournant la valve semi-lunaire (ou valve pulmonaire) vers les poumons pour la réoxygénation. Une fois que le sang a traversé les artères pulmonaires, les valves semi-lunaires droites se ferment, empêchant le sang de refluer dans le ventricule droit. L'oreillette gauche reçoit ensuite le sang riche en oxygène des poumons via les veines pulmonaires. Ce sang passe par la valve bicuspide ou la valve mitrale (la valve auriculo-ventriculaire du côté gauche du cœur) jusqu'au ventricule gauche où le sang est pompé par l'aorte, la principale artère du corps, acheminant le sang oxygéné vers les organes et musculaire du corps. Une fois que le sang est pompé hors du ventricule gauche et dans l'aorte, la valve semi-lunaire aortique (ou valve aortique) se ferme empêchant le sang de refluer dans le ventricule gauche. Ce schéma de pompage est appelé double circulation et se retrouve chez tous les mammifères.

Connexion visuelle

Laquelle des affirmations suivantes concernant le cœur est fausse ?

  1. La valve mitrale sépare le ventricule gauche de l'oreillette gauche.
  2. Le sang traverse la valve prémolaire jusqu'à l'oreillette gauche.
  3. Les valves aortique et pulmonaire sont des valves semi-lunaires.
  4. La valve mitrale est une valve auriculo-ventriculaire.

Le cœur est composé de trois couches : l'épicarde, le myocarde et l'endocarde, illustrés à la figure 40.11. La paroi interne du cœur est recouverte d'un revêtement appelé endocarde. Le myocarde est constitué des cellules du muscle cardiaque qui constituent la couche intermédiaire et la majeure partie de la paroi cardiaque. La couche externe de cellules est appelée épicarde , dont la deuxième couche est une structure en couches membraneuse appelée péricarde qui entoure et protège le cœur . d'autres structures.

Le cœur possède ses propres vaisseaux sanguins qui alimentent le muscle cardiaque en sang. Les artères coronaires partent de l'aorte et entourent la surface externe du cœur comme une couronne. Ils divergent dans les capillaires où le muscle cardiaque est alimenté en oxygène avant de converger à nouveau dans les veines coronaires pour ramener le sang désoxygéné vers l'oreillette droite où le sang sera réoxygéné par le circuit pulmonaire. Le muscle cardiaque mourra sans un approvisionnement régulier en sang. L'athérosclérose est le blocage d'une artère par l'accumulation de plaques graisseuses. En raison de la taille (étroite) des artères coronaires et de leur fonction au service du cœur lui-même, l'athérosclérose peut être mortelle dans ces artères. Le ralentissement du flux sanguin et la privation d'oxygène subséquente qui résulte de l'athérosclérose provoque une douleur intense, appelée angine de poitrine, et le blocage complet des artères provoquera un infarctus du myocarde : la mort du tissu musculaire cardiaque, communément appelée crise cardiaque.

Le cycle cardiaque

L'objectif principal du cœur est de pomper le sang à travers le corps, il le fait dans une séquence répétitive appelée cycle cardiaque. Le cycle cardiaque est la coordination du remplissage et de la vidange du cœur du sang par des signaux électriques qui provoquent la contraction et la relaxation des muscles cardiaques. Le cœur humain bat plus de 100 000 fois par jour. À chaque cycle cardiaque, le cœur se contracte ( systole ), expulsant le sang et le pompant à travers le corps, suivi d'une phase de relaxation ( diastole ), où le cœur se remplit de sang, comme illustré à la figure 40.12. Les oreillettes se contractent en même temps, forçant le sang à traverser les valves auriculo-ventriculaires dans les ventricules. La fermeture des valves auriculo-ventriculaires produit un son « lup » monosyllabique. Après un bref délai, les ventricules se contractent en forçant en même temps le sang à travers les valves semi-lunaires dans l'aorte et l'artère transportant le sang vers les poumons (via l'artère pulmonaire). La fermeture des valves semi-lunaires produit un son « dup » monosyllabique.

Le pompage du cœur est fonction des cellules du muscle cardiaque, ou cardiomyocytes, qui composent le muscle cardiaque. Les cardiomyocytes, illustrés à la figure 40.13, sont des cellules musculaires distinctes qui sont striées comme le muscle squelettique mais qui pompent de manière rythmique et involontaire comme le muscle lisse. Elles sont reliées par des disques intercalés exclusifs au muscle cardiaque. Ils s'auto-stimulent pendant un certain temps et les cardiomyocytes isolés vont battre s'ils reçoivent le bon équilibre de nutriments et d'électrolytes.

Le battement autonome des cellules du muscle cardiaque est régulé par le stimulateur cardiaque interne qui utilise des signaux électriques pour chronométrer les battements du cœur. Les signaux électriques et les actions mécaniques, illustrés à la figure 40.14, sont intimement liés. Le stimulateur cardiaque interne démarre au niveau du nœud sino-auriculaire (SA), qui est situé près de la paroi de l'oreillette droite. Des charges électriques pulsent spontanément du nœud SA provoquant la contraction des deux oreillettes à l'unisson. Le pouls atteint un deuxième nœud, appelé nœud auriculo-ventriculaire (AV), entre l'oreillette droite et le ventricule droit où il s'arrête pendant environ 0,1 seconde avant de se propager aux parois des ventricules. Du nœud AV, l'impulsion électrique pénètre dans le faisceau de His, puis dans les branches gauche et droite du faisceau s'étendant à travers le septum interventriculaire. Enfin, les fibres de Purkinje conduisent l'impulsion de l'apex du cœur jusqu'au myocarde ventriculaire, puis les ventricules se contractent. Cette pause permet aux oreillettes de se vider complètement dans les ventricules avant que les ventricules pompent le sang. Les impulsions électriques dans le cœur produisent des courants électriques qui traversent le corps et peuvent être mesurés sur la peau à l'aide d'électrodes. Cette information peut être observée sous forme d'électrocardiogramme (ECG) - un enregistrement des impulsions électriques du muscle cardiaque.

Lien vers l'apprentissage

Visitez ce site pour voir le « stimulateur » du cœur en action.

Artères, veines et capillaires

Le sang du cœur est transporté à travers le corps par un réseau complexe de vaisseaux sanguins (Figure 40.15). Les artères prélèvent le sang du cœur. L'artère principale est l'aorte qui se ramifie en artères principales qui transportent le sang vers différents membres et organes. Ces artères principales comprennent l'artère carotide qui transporte le sang vers le cerveau, les artères brachiales qui transportent le sang vers les bras et l'artère thoracique qui transporte le sang vers le thorax, puis dans les artères hépatique, rénale et gastrique pour le foie, les reins , et l'estomac, respectivement. L'artère iliaque achemine le sang vers les membres inférieurs. Les artères principales divergent en artères mineures, puis en vaisseaux plus petits appelés artérioles, pour atteindre plus profondément les muscles et les organes du corps.

Les artérioles divergent en lits capillaires. Les lits capillaires contiennent un grand nombre (10 à 100) de capillaires qui se ramifient entre les cellules et les tissus du corps. Les capillaires sont des tubes de diamètre étroit qui peuvent faire passer les globules rouges en file indienne et sont les sites d'échange de nutriments, de déchets et d'oxygène avec les tissus au niveau cellulaire. Le fluide traverse également l'espace interstitiel à partir des capillaires. Les capillaires convergent à nouveau dans les veinules qui se connectent aux veines mineures qui se connectent finalement aux veines principales qui ramènent le sang riche en dioxyde de carbone vers le cœur. Les veines sont des vaisseaux sanguins qui ramènent le sang vers le cœur. Les veines principales drainent le sang des mêmes organes et membres que les artères principales. Le liquide est également ramené au cœur via le système lymphatique.

La structure des différents types de vaisseaux sanguins reflète leur fonction ou leurs couches. Il existe trois couches distinctes, ou tuniques, qui forment les parois des vaisseaux sanguins (Figure 40.16). La première tunique est un revêtement interne lisse de cellules endothéliales qui sont en contact avec les globules rouges. La tunique endothéliale est en continuité avec l'endocarde du cœur. Dans les capillaires, cette couche unique de cellules est le lieu de diffusion de l'oxygène et du dioxyde de carbone entre les cellules endothéliales et les globules rouges, ainsi que le site d'échange par endocytose et exocytose. Le mouvement des matériaux sur le site des capillaires est régulé par la vasoconstriction, le rétrécissement des vaisseaux sanguins et la vasodilatation, l'élargissement des vaisseaux sanguins, ce qui est important dans la régulation globale de la pression artérielle.

Les veines et les artères ont toutes deux deux autres tuniques qui entourent l'endothélium : la tunique moyenne est composée de muscle lisse et la couche la plus externe est constituée de tissu conjonctif (collagène et fibres élastiques). Le tissu conjonctif élastique étire et soutient les vaisseaux sanguins, et la couche musculaire lisse aide à réguler le flux sanguin en modifiant la résistance vasculaire par la vasoconstriction et la vasodilatation. Les artères ont des muscles lisses et du tissu conjonctif plus épais que les veines pour s'adapter à la pression et à la vitesse plus élevées du sang fraîchement pompé. Les veines ont des parois plus minces car la pression et le débit sont beaucoup plus faibles. De plus, les veines sont structurellement différentes des artères en ce sens que les veines ont des valves pour empêcher le reflux du sang. Parce que les veines doivent lutter contre la gravité pour ramener le sang vers le cœur, la contraction des muscles squelettiques aide le retour du sang vers le cœur.


Pourquoi les artères ont-elles des parois plus épaisses que les veines ?

Les artères ont des parois plus épaisses que les veines car elles doivent être capables de résister à la pression énorme d'un cœur qui bat. Les veines ont des parois plus minces car elles ont besoin de plus d'espace pour contenir le sang.

Les artères ont plus de muscles lisses dans leurs parois que les veines pour accueillir les impulsions sanguines générées par chaque contraction du cœur. Toutes les artères comprennent trois couches : la tunique intima, la tunique moyenne et la tunique adventice.

Les veines se composent également de trois couches qui contiennent des muscles lisses et du tissu conjonctif comme les artères, mais en quantité moindre que les artères. Le cœur ne peut pas contenir tout le sang dans le corps à la fois, donc le sang doit être stocké quelque part. Ce sang supplémentaire est stocké dans les veines, qui ont des diamètres plus larges que les artères.


Rapport des examinateurs

Il y avait de nombreux diagrammes nets et précis de la structure membranaire montrant une variété de protéines. Il n'a pas été difficile d'obtenir les trois points. Les protéines périphériques doivent être affichées à la surface de la bicouche phospholipidique, et non enfouies dans celle-ci.

Cette partie a été moins bien répondue, les candidats n'ayant pas réussi à faire le point sur les événements causés par la mise de tissu végétal dans une solution hypertonique. Certains candidats ont mal compris le terme &lsquotissue&rsquo et ont plutôt parlé de placer des plantes entières dans une solution. Les candidats doivent veiller à préciser que hypertonique signifie une concentration de soluté plus élevée, pas seulement une concentration élevée. Les explications de l'osmose en termes de concentration d'eau doivent être découragées car il n'y a pas d'unités pour mesurer de telles concentrations. La terminologie du potentiel hydrique n'est pas attendue car elle ne fait pas partie du nouveau programme.

Les réponses à cette question étaient très variées. Les fonctions attendues étaient l'osmorégulation et l'excrétion. L'accent aurait donc dû être mis sur la façon dont le néphron peut faire varier le volume et la concentration de l'urine afin de ramener le sang à des niveaux normaux, et sur la façon dont les déchets peuvent être concentrés dans l'urine pour conserver l'eau. Certains enseignants ont commenté sur les formulaires G2 qu'il était déraisonnable d'attendre des détails sur la structure des vaisseaux sanguins associés, mais tout ce qui était requis était la structure du glomérule. Les candidats compétents qui s'étaient préparés avec soin ont pu obtenir des notes élevées, mais les candidats les plus faibles avaient tendance à être très confus.


Transport chez les animaux

Les électrocardiogrammes sont utilisés pour surveiller l'activité électrique du cœur en fixant un certain nombre de capteurs sur la peau. Une partie de l'activité électrique générée passe à travers les tissus situés à côté du cœur, puis vers la peau afin que les capteurs puissent capter l'excitation électrique produite par le cœur et la convertir en une trace.

(i) décrire, à l'aide de schémas et de photographies, les structures et les fonctions des artères, des veines et des capillaires

Les pression Dans le sang diminue lorsqu'il s'éloigne du cœur parce que le vaisseau sanguin branches dans Suite plus petite navires ce qui signifie qu'ils ont un plus grand traverser en coupe Région. Il y a aussi des Suite friction dans le capillaires il y a donc un inférieur pression.

Il est important que la pression soit plus basse au moment où le sang atteint le capillaires parce qu'ils sont seul une cellule épais donc un haute pression les amènerait à éclater et devenir endommagé. Une basse pression signifie également une lent couler taux permettant temps pour échanger. De plus, les capillaires n'ont pas beaucoup de tissu élastique.

La pression dans les veines est très faible, de sorte que le sang est renvoyé au cœur par le muscle autour de contracter et pompage le sang avec l'aide de vannes à empêcher refoulement de sang.

(j) expliquer les différences entre le sang, le liquide tissulaire et la lymphe

(k) décrire comment le fluide tissulaire est formé à partir du plasma

  • Au extrémité artérielle d'un capillaire, le la pression hydrostatique est élevée, donc plasma déménage des capillaires parce que le la pression est plus élevée dans les capillaires qu'à l'extérieur, en mouvement en bas du gradient de pression.
  • Dans les capillaires parce que le les protéines plasmatiques sont trop grosses pour passer à travers, elles ou ils rester dans le plasma, faire le potentiel hydrique inférieur que celle du liquide tissulaire, donc le liquide tissulaire retourne dans les capillaires au extrémité veineuse.

(l) décrire le rôle de l'hémoglobine dans le transport de l'oxygène et du dioxyde de carbone

(m) décrire et expliquer la signification des courbes de dissociation de l'oxyhémoglobine adulte à différents niveaux de dioxyde de carbone (l'effet Bohr)

Courbe de dissociation de l'oxygène :

  • Les le premier oxygène ne se fixe pas facilement aux groupes hème, car il est dans le centre de la molécule d'hémoglobine
  • Les la concentration d'oxygène augmente le faire Plus facile à l'oxygène pour s'associer aux groupes Heam.
  • Une fois que une molécule d'oxygène se lie à un groupe hème, cela provoque un changement conformationnel sous la forme de la molécule d'hémoglobine – cela le rend Plus facile pour que la molécule d'oxygène atteigne le groupe hème et s'y associer
  • Les les deux suivants molécules d'oxygène attacher facilement aux groupes hème
  • Les Quatrième la molécule d'oxygène le trouve difficile à associer avec le dernier groupe hémique. Cela signifie que La saturation à 100 % en oxygène est difficile même à pO élevé2 formant un courbe sigmoïde.

(n) expliquer l'importance des différentes affinités de l'hémoglobine fœtale et de l'hémoglobine adulte pour l'oxygène


Echanges gazeux dans les poumons

L'oxygène transporté dans les globules rouges sous forme d'oxyhémoglobine, se dissocie à ce stade de l'hémoglobine et traverse la paroi capillaire dans les cellules musculaires où il est « capté » par la myoglobine, les cellules musculaires équivalentes à l'hémoglobine. L'Oxygène peut maintenant être utilisé dans le métabolisme aérobie pour fournir de l'énergie au muscle.

Le déchet produit au cours du métabolisme aérobie est le dioxyde de carbone. En raison de la concentration plus faible de dioxyde de carbone dans les capillaires que dans le tissu musculaire (en particulier lors de niveaux élevés de métabolisme), il y a une poussée à travers la paroi capillaire. De là, le sang continue dans les veinules puis les veines qui renvoient le sang désoxygéné et riche en CO2 vers le cœur, puis vers les poumons où le CO2 est expiré et plus d'oxygène est absorbé.


RÉSULTATS

Les exons 20 et 21 d'IRE1α sont supprimés chez les souris podocin-Cre IRE1α flox/flox

Dans la présente étude, des souris avec des sites loxP entourant les exons 20 et 21 du gène IRE1α ont été croisées avec des souris exprimant une recombinase Cre sous le contrôle du promoteur podocine spécifique au podocyte. Cette stratégie de sélection devrait supprimer les exons 20 et 21 spécifiquement dans les podocytes, entraînant l'expression d'un mutant IRE1α tronqué à domaine RNase (ΔR) (Iwawaki et al., 2009). Dans les glomérules, les amorces PCR ont été conçues pour amplifier un produit de prédélétion de 1025 paires de bases de l'allèle IRE1α loxP et un produit de postdélétion de 189 paires de bases qui devrait apparaître après l'excision Cre-dépendante des exons 20 et 21 d'IRE1α-loxP (figure supplémentaire S1A). Les souris ont été initialement génotypées en amplifiant les gènes IRE1α et podocine-Cre dans l'ADN de la queue. Nous avons confirmé la présence des bandes IRE1α et podocine-Cre attendues chez les souris IRE1α flox/floxCre (délétion loxP-homozygote) et les souris IRE1α flox/+Cre (délétion loxP-hétérozygote Figure supplémentaire S1B). Pour confirmer une délétion fonctionnelle dans les podocytes, nous avons effectué une amplification par PCR en utilisant l'ADN génomique glomérulaire de souris IRE1α flox/+Cre et IRE1α flox/floxCre (LoxP-hétérozygote et LoxP-homozygote suppression). Les glomérules de délétion loxP-hétérozygotes et homozygotes ont exprimé un produit de délétion proéminent de 189 paires de bases, qui était beaucoup plus intense chez les souris homozygotes (Figure supplémentaire S1C). L'allèle loxP non épissé (1025 paires de bases) a également été amplifié chez ces souris car les glomérules contiennent des cellules endothéliales, des cellules mésangiales et des cellules épithéliales pariétales en plus des podocytes, et la recombinase Cre n'est pas active dans ces cellules non podocytes. L'allèle WT IRE1α, qui est légèrement plus grand que l'allèle loxP natif (1294 paires de bases), a été amplifié chez des souris hétérozygotes (Figure supplémentaire S1C).

Des souris mâles présentant une délétion d'IRE1α spécifique aux podocytes développent des lésions des podocytes dépendantes de l'âge

Pour déterminer si la suppression du gène IRE1α spécifique aux podocytes perturbe la santé des podocytes, nous avons généré des souris mâles et femelles podocin-Cre IRE1α flox/flox (IRE1α flox/floxCre). L'allèle podocine-Cre était absent chez les témoins de la même portée (IRE1α flox/flox:+ WT). Le rapport mensuel albumine/créatinine urinaire a été analysé séparément chez les souris mâles (M) et femelles (F) WT (+) et délétion (Cre) car l'albuminurie basale est généralement plus élevée chez les souris mâles. Nous n'avons pas observé de différences significatives entre les deux sexes entre 1 et 4 mois d'âge (Figure 1, A et B). Cependant, à l'âge de 5 mois, les souris M Cre ont développé une albuminurie persistante et aggravée par rapport aux souris M + (figure 1A). En revanche, le rapport albumine/créatinine est resté relativement faible chez les souris femelles à tous les âges, à l'exception d'une augmentation chez les souris femelles âgées (11-13 mois), qui était indépendante du génotype (figure 1B). La créatinine sérique chez les souris mâles de 9 mois n'était pas significativement différente entre M Cre (8,36 ± 0,35 μM N = 5) et souris M + (9,14 ± 0,43 M N = 5), ce qui implique que la suppression d'IRE1α n'affecte pas la fonction rénale.

FIGURE 1 : Les souris mâles à délétion de podocyte IRE1α développent une albuminurie avec le vieillissement. Les compagnons de portée F3 mâles (A) et femelles (B) ont été surveillés mensuellement pour l'albuminurie. La délétion du podocyte IRE1α chez les souris mâles (IRE1α flox/floxCre M Cre) a provoqué une albuminurie persistante et aggravée à partir de 5 mois par rapport au témoin (IRE1α flox/flox+ M +). Souris mâles : p = 4,72 × 10 –4 (M Cre vs. M + génotype) p = 2,20 × 10 –6 (âge) p = 0,033 (interaction génotype × âge). Il n'y avait pas de différences significatives d'albuminurie entre les souris femelles Cre (F Cre) et les souris témoins (F +). Nombre d'échantillons d'urine (N) est indiqué sous chaque colonne.

Les souris mâles présentant une délétion d'IRE1α spécifique aux podocytes présentent des glomérules agrandis, une distension capillaire et un dépôt anormal de collagène

La morphologie et l'ultrastructure glomérulaires, ainsi que l'expression des marqueurs podocytaires, ont été étudiées chez des souris M + et M Cre de 9 mois de la même cohorte utilisée pour déterminer l'albuminurie dépendante de l'âge. Sur la base de la microscopie optique (sections rénales colorées à l'acide Schiff [PAS] Figure 2A) et de micrographies électroniques à faible puissance (Figure 3A), les glomérules M Cre semblaient être agrandis, avec des capillaires glomérulaires particulièrement gros, par rapport aux souris M +. Cette impression visuelle a été confirmée en utilisant une approche basée sur l'imagerie démontrant que la surface transversale moyenne des glomérules M Cre était plus grande qu'avec M + (Figure 2, A et C). Cet élargissement peut s'expliquer par une augmentation proportionnelle presque exacte de la section transversale glomérulaire occupée par les lumières capillaires glomérulaires (Figure 2, A et D). En revanche, les souris M Cre préalbuminuriques de 4 à 5 mois n'ont montré aucun signe d'expansion du volume glomérulaire par rapport aux souris M +, en utilisant des glomérules colorés au PAS (données non publiées). Chez des souris mâles de 9 mois, nous avons également utilisé la coloration à l'argent de Jones pour accentuer les structures collagènes dans le GBM et la matrice mésangiale. En utilisant une approche basée sur l'imagerie, nous avons confirmé que les glomérules M Cre de 9 mois contiennent un excès de collagène dans les parois capillaires et le mésangium par rapport aux souris M + (Figure 2, B et E).

FIGURE 2 : La délétion du podocyte IRE1α provoque une expansion du volume glomérulaire et des boucles capillaires distendues, ainsi qu'un dépôt de collagène, à l'âge de 9 mois. (A) Coloration PAS. Les souris IRE1α flox/floxCre (M Cre) ont des glomérules agrandis, ainsi que des lumières capillaires glomérulaires agrandies, par rapport au contrôle (IRE1α flox/flox+ M+). (B) Il y a une augmentation des dépôts de paroi capillaire et de collagène mésangial chez les souris M Cre (coloration à l'argent de Jones). (C) La zone glomérulaire colorée au PAS est augmentée chez les souris M Cre (*p = 3,1 × 10 -5 ). Moyenne de 48 M + glomérules de trois souris et 56 M de glomérules Cre de trois souris. (D) Le pourcentage d'un glomérule coloré au PAS donné qui est occupé par la lumière capillaire est élargi chez les souris M Cre (*p = 0,0066). Moyenne de 48 M + glomérules de trois souris et 55 M de glomérules Cre de trois souris. (E) Les glomérules colorés à l'argent des souris M Cre ont une fraction plus élevée de tissu glomérulaire occupé par le collagène que les souris M + (*p = 1,45 × 10 -5 ). Parce que les lumières capillaires élargies chez les souris M Cre pourraient confondre cette analyse, la zone luminale capillaire a été soustraite de la section transversale glomérulaire totale, de sorte que la zone de tissu coloré puisse ensuite être normalisée à la zone transversale totale du tissu glomérulaire. L'imagerie et la quantification incluaient 75 M+ de glomérules de trois souris et 74 M de glomérules Cre de trois souris.

FIGURE 3 : La délétion d'IRE1α du podocyte entraîne des modifications ultrastructurales des podocytes. (A–C) Micrographies électroniques représentatives de souris IRE1α flox/flox+ (M +) et IRE1α flox/floxCre (M Cre) âgées de 9 mois. (A) À faible puissance, les capillaires glomérulaires apparaissent nettement dilatés chez les souris M Cre (CL, lumière capillaire). (B) Les parois capillaires glomérulaires des souris 2 M + et 2 M Cre révèlent des processus de pied de podocytes élargis et effacés chez les souris M Cre (Ψ). (C) Corps cellulaires des podocytes M + et M Cre (P). Les souris M + présentaient des signes d'autophagie active, c'est-à-dire des autophagosomes ou des autolysosomes (AL). Les lysosomes (L) étaient présents chez les souris M Cre et M +. Les podocytes M Cre présentent un élargissement du processus du pied focal (Ψ), des jonctions occludens (*) et une transformation microvilleuse des membranes plasmiques (flèches). (D) Quantification de l'élargissement du processus focal du pied de podocytes M Cre (*p = 3,9 × 10 −7 ). Les processus du pied ont été mesurés dans 63 longueurs de GBM provenant de trois souris M Cre et 20 longueurs de GBM provenant de deux souris M +.

Les podocytes M Cre présentent un élargissement focal du processus du pied, une transformation microvilleuse et une formation ectopique de jonctions occludens

Après avoir identifié des anomalies histologiques chez les souris M Cre, nous avons étudié l'ultrastructure glomérulaire par microscopie électronique. Comme indiqué précédemment, chez les souris M Cre de 9 mois, il y avait des exemples clairs de dilatation capillaire (Figure 3A), bien que nous n'ayons vu aucun changement morphologique dans la structure du GBM (Figure 3, A–C). Les processus du pied des podocytes étaient focalisés, certaines régions semblant relativement normales et d'autres sévèrement effacées (Figure 3, B et C). La quantification du nombre de processus du pied par unité de longueur le long du GBM a montré qu'il y avait une augmentation significative de la largeur moyenne du processus du pied (donnant moins de processus du pied par unité de longueur de GBM) chez les souris M Cre (figure 3D). En outre, chez les souris M Cre, nous avons observé une transformation microvillositaire des podocytes, une caractéristique de la lésion des podocytes, qui n'était pas apparente chez les souris M + (figure 3C). Occasionnellement, des jonctions occludens se sont formées entre certains processus du pied de podocytes M Cre, remplaçant les diaphragmes à fente, conformément à la dédifférenciation des podocytes. Nous avons noté des endosomes précoces, matures et tardifs, ainsi qu'une fusion endolysosomale, dans les podocytes M + et M Cre (figure 3C). Des engloutissements occasionnels de phagophores, des autophagosomes matures et des autolysosomes ont été observés dans les micrographies électroniques des podocytes M +, alors que les autophagosomes normaux ou typiques étaient absents dans les podocytes M Cre. Plus précisément, 11 autophagosomes normaux (dont un phagophore naissant et certains autophagosomes fusionnant avec des lysosomes) ont été identifiés sur des micrographies électroniques 10 M+ de deux souris. Seuls cinq autophagosomes difformes ont été identifiés dans des micrographies électroniques Cre 20 M de trois souris, qui contenaient toutes une cargaison inhabituelle ou des doubles membranes de forme inhabituelle. Nous n'avons pas identifié de changements dans l'ultrastructure des organites des podocytes, y compris les noyaux, les mitochondries, le RE rugueux et l'appareil de Golgi, entre les deux génotypes de souris (figure 3C).

La délétion d'IRE1α entraîne une déplétion relative des podocytes

Ensuite, nous avons étudié si l'albuminurie chez les souris M Cre de 9 mois était associée à la perte de podocytes. Nous avons effectué une coloration par immunofluorescence pour Wilms tumor-1 (WT1 une protéine exprimée spécifiquement dans le noyau du podocyte) pour surveiller le nombre moyen de podocytes par coupe transversale glomérulaire (Venkatareddy et al., 2014). Bien qu'il n'y ait pas eu de différences significatives dans les noyaux WT1 positifs par glomérule entre les souris M Cre et M + de 9 mois, le nombre de WT1 par unité de surface glomérulaire était significativement plus faible chez les souris M Cre, ce qui indique un épuisement relatif des podocytes (Figure 4, A , D et E). Pour étayer davantage cette découverte, nous avons utilisé la microscopie à immunofluorescence pour comparer l'expression glomérulaire de la synaptopodine et de la podocalyxine chez les souris de la même cohorte (Figure 4, B et C). La synaptopodine est une protéine spécifique aux podocytes, et sa déplétion est considérée comme un marqueur de lésion des podocytes, tandis que la podocalyxine, qui est exprimée dans les podocytes et les cellules endothéliales glomérulaires, participe à un certain nombre de fonctions importantes dans les podocytes (Greka et Mundel, 2012). Les glomérules M Cre, qui étaient significativement agrandis (Figure 4, F et H, et comme le montre la Figure 2), se sont colorés positivement à la fois pour la synaptopodine et la podocalyxine (Figure 4, B et C). La fluorescence de la synaptopodine normalisée par unité de section transversale glomérulaire était significativement plus faible chez les souris M Cre (figure 4G). La fluorescence de la podocalyxine par unité de surface glomérulaire avait tendance à être réduite chez les souris M Cre, mais la différence n'a pas atteint une signification statistique (figure 4I), peut-être en raison de la composante endothéliale glomérulaire, qui ne devrait pas changer.

FIGURE 4 : La délétion du podocyte IRE1α entraîne une réduction de WT1 et de synaptopodine. (A–C) Des sections de rein de souris de 9 mois ont été colorées avec des anticorps contre WT1 (A), la synaptopodine (B) et la podocalyxine (C). Une coloration avec des IgG non immunitaires est également présentée (témoins négatifs). Barres d'échelle, 50 m. (D, E) Le nombre de noyaux WT1-positifs par glomérule (déterminé par colocalisation avec le colorant nucléaire Hoechst non illustré) a été évalué par comptage visuel. Les comptes de WT1 par glomérule étaient comparables, mais lorsqu'ils sont exprimés par 1000 µm 2 de surface glomérulaire, les comptes de WT1 étaient significativement plus faibles chez les souris M Cre (*p = 4,6 × 10 −5 ) 32 M + glomérules de trois souris et 48 M de glomérules Cre de trois souris. (F) Les glomérules colorés à la synaptopodine ont été agrandis chez les souris M Cre (*p = 0,024). (G) La quantification de l'immunofluorescence des synaptopodines par unité de surface glomérulaire a montré que l'intensité était plus faible chez les souris M Cre (*p = 0,046). Pour F et G, 74 M+ glomérules de trois souris et 69 M Cre glomérules de trois souris. (H) Les glomérules colorés à la podocalyxine ont été agrandis chez les souris M Cre (*p = 0,0013). (I) La fluorescence de la podocalyxine par glomérule et la fluorescence par unité de surface glomérulaire étaient comparables dans les deux groupes. Pour H et I, 58 M+ glomérules de trois souris et 54 M Cre glomérules de trois souris.

Les podocytes M Cre sont déficients en autophagie

IRE1α est un médiateur de l'UPR et a également été lié à l'autophagie. Pour déterminer si la délétion d'IRE1α spécifique aux podocytes affecte l'UPR et l'autophagie, nous avons isolé des glomérules de souris mâles préalbuminuriques (âgées de 4 à 5 mois) et évalué les marqueurs UPR et autophagie par immunoblot. Les glomérules de souris M Cre présentaient des niveaux élevés de chaperons ER Grp78 et Grp94, suggérant l'activation de la voie ATF6 UPR (Figure 5, A, C et D). En revanche, la phosphorylation du facteur d'initiation de la traduction eucaryote 2α (eIF2α) sur Ser-51 et les niveaux de protéine homologue C/EBP (CHOP) étaient assez variables chez les souris, mais les valeurs moyennes étaient comparables entre les groupes M + et M Cre, suggérant que la voie PERK n'était pas activée dans les glomérules M Cre (Figure supplémentaire S2A). De plus, les glomérules M Cre présentaient une ubiquitination globale élevée des protéines, compatible avec l'accumulation de protéines mal repliées (Figure 5, B et H). Dans les glomérules M Cre, il y avait des preuves d'autophagie déficiente, comme déterminé par un rapport LC3B-II/I inférieur (Figure 5, A et E), et une quantité absolue réduite de LC3B-II, c'est-à-dire LC3B-II normalisée à actine (Figure 5F). Une diminution du rapport LC3B-II/I ou de la quantité de LC3B-II dans les glomérules M Cre par rapport aux souris M + implique un flux de vacuole autophagique déficient. Enfin, contrairement aux souris plus âgées (voir discussion ultérieure), nous n'avons pas observé de phosphorylation glomérulaire réduite de JNK1 (46 kDa) chez les souris préalbuminuriques M Cre, peut-être que les changements dans la phosphorylation de JNK1 étaient inférieurs à la détectabilité (Figure 5, A et G). La phosphorylation de JNK2 (54 kDa) a été mal détectée dans les lysats glomérulaires (données non publiées).

FIGURE 5 : La délétion du podocyte IRE1α induit un stress du RE et provoque un renouvellement des autophagosomes déficient chez des souris préalbuminuriques âgées de 4 à 5 mois. (A, B) Les lysats glomérulaires ont été immunoblottés avec des anticorps comme indiqué. Immunoblots représentatifs de quatre souris IRE1α flox/flox+ (M+) et quatre IRE1α flox/floxCre (M Cre) obtenues à partir d'une cohorte de souris mâles préalbuminuriques. (C, D) Quantification densitométrique. Les souris M Cre présentent une expression élevée de Grp78 (*p = 0,033) et Grp94 (*p = 0,0017). Aucun changement dans la calnexine n'a été noté (B). (B, H) Les souris M Cre présentent des protéines polyubiquitinées globales élevées (*p = 0,0015). (A, E, F) Les souris M Cre présentent une diminution de la LC3B-II, normalisée soit à la LC3B-I (*p = 0,023) ou actine (*p = 0,043 cinq à sept souris par groupe) Les souris M Cre présentent un rapport LC3B-II/I réduit (*p = 0,002). Il n'y avait aucune différence dans le total LC3B-I ou phospho-JNK1 (pJNK1) entre les groupes (F, G).

Les paramètres précédents ont également été étudiés dans des lysats glomérulaires de souris albuminuriques M Cre et M + de 9 mois (figure 6A). La quantité d'autophagosomes était significativement plus faible dans les glomérules M Cre, comme déterminé par le rapport LC3B-II/I réduit et LC3B-II réduit (rapport LC3B-II/actine Figure 6, A-C).De plus, la phosphorylation de JNK1 était significativement plus faible dans les glomérules M Cre, ce qui correspond à une induction autophagique associée à beclin-1 (Figure 6, A et D). Grp78 et Grp94, ainsi que phospho-eIF2α et CHOP, ne différaient pas entre les souris M Cre et M +, indiquant que ni le stress du RE ni l'UPR n'étaient sensiblement induits dans les glomérules M Cre âgés de 9 mois malgré une autophagie altérée ( Figure 6, A, E et F, et Figure supplémentaire S2B). Nous avons également évalué les protéines polyubiquitinées dans les lysats glomérulaires des deux génotypes de souris, mais contrairement à nos résultats chez les souris mâles préalbuminuriques, il n'y avait pas de différence entre les souris M Cre et M + (données non publiées). Les niveaux d'expression des médiateurs de l'autophagie, y compris beclin-1, Atg5 et Atg3, n'étaient pas significativement différents entre les souris M Cre et M + de 9 mois, ce qui implique que l'activité autophagique était régulée post-traductionnellement et non transcriptionnellement dans les glomérules de souris M Cre (Supplemental Figure S2B).

FIGURE 6 : Les souris avec délétion du podocyte IRE1α sont déficientes en autophagie mais ne présentent pas de stress du RE à l'âge de 9 mois. (A) Les lysats glomérulaires ont été immunobloqués avec des anticorps comme indiqué. Immunoblots représentatifs de 5 souris IRE1α flox/flox+ (M+) et 5 IRE1α flox/floxCre (M Cre). (B–D) Quantification densitométrique. Les souris M Cre présentent une diminution de la LC3B-II, normalisée soit à la LC3B-I (*p = 0,013) ou actine (*p < 0,0001), et une diminution de la phosphorylation de JNK1 (*p = 0,048). (E–I) Aucune différence significative entre les souris M Cre et M + n'a été observée dans le Grp78, le Grp94, la podocalyxine, la maturation de la néphrine (bande supérieure/inférieure) ou l'expression de la néphrine mature (bande supérieure).

La néphrine est une importante protéine résidente des podocytes qui subit une modification post-traductionnelle dans le RE. Elle est exprimée sous la forme d'une forme mature entièrement glycosylée (∼180 kDa), ainsi que d'une forme ER-luminale immature (∼170 kDa Figure 6A). Il n'y avait pas de différences significatives entre les souris M + et M Cre dans le rapport de néphrine mature à immature (figure 6H) ou la quantité totale de néphrine mature, c'est-à-dire la néphrine normalisée à l'actine (figure 6I). A titre de comparaison, l'expression de la podocalyxine (exprimée dans les podocytes et les cellules endothéliales glomérulaires) n'était pas non plus différente entre les souris M Cre et M + (figure 6, A et G).

Les souris M Cre sont plus sensibles aux blessures dans la néphrite aiguë anti-GBM

Bien que la suppression de IRE1α n'ait pas conduit au développement d'albuminurie manifeste chez les souris jusqu'à l'âge de 4 à 5 mois, nous avons émis l'hypothèse que la suppression de IRE1α chez ces souris les prédisposerait néanmoins à des lésions des podocytes. Pour tester cette hypothèse, nous avons induit une néphrite aiguë anti-GBM chez des souris préalbuminuriques M Cre et M + de 5 mois, en utilisant une seule injection intraveineuse d'anticorps anti-GBM. Nous avons sélectionné une faible dose d'anticorps afin de permettre de démasquer toute contribution potentielle d'IRE1α à l'intégrité des podocytes. Après 24 h, les anticorps anti-GBM ont eu tendance à induire une augmentation modeste du rapport albumine/créatinine chez les souris témoins M+. En revanche, les souris M Cre ont montré un rapport albumine/créatinine significativement plus élevé, par rapport aux souris M+ injectées d'anti-GBM et aux souris M Cre témoins (Figure 7, A et B). L'anticorps anti-GBM et le complément C3 étaient présents dans les glomérules des souris M Cre et M + (Figure 7, C-F). Il y avait une coloration par immunofluorescence d'anticorps anti-GBM légèrement supérieure chez les souris M Cre mais aucune différence dans le dépôt de C3. Étant donné que les souris M Cre et M + ont reçu la même dose d'anticorps anti-GBM en parallèle, cette localisation apparemment plus importante des anticorps chez les souris M Cre peut être liée à des changements mineurs dans la composition du collagène, ce qui était déjà noté chez les souris M Cre plus âgées. (Figure 2). Étant donné que le dépôt glomérulaire de C3 était le même chez les souris M Cre et M +, l'augmentation exagérée de l'albuminurie chez les souris M Cre était très probablement due à la délétion IRE1α du podocyte. Le dépôt de C3 dans la capsule de Bowman n'est pas lié à l'injection d'anticorps anti-GBM car C3 est connu pour être présent dans la capsule de Bowman de souris saines (Ruseva et al., 2014).

FIGURE 7 : La délétion du podocyte IRE1α augmente la susceptibilité à la néphrite aiguë anti-GBM. (A) Des souris mâles âgées de 5 mois ont reçu une injection de 5 l d'anticorps anti-GBM de mouton (αGBM). L'urine a été recueillie avant l'injection et à 24 h. Les reins ont été prélevés à 24 h. Chez les souris ayant reçu des anticorps anti-GBM, il y avait une albuminurie significativement plus importante dans le groupe IRE1α flox/floxCre (M Cre) que chez les témoins (IRE1α flox/flox+ M+). L'albuminurie chez les souris anti-GBM M Cre était également significativement supérieure à la valeur de préinjection (de base) (*p = 0,005, ANOVA N, nombre d'animaux). (B) Le changement net du rapport albumine/créatinine calculé par souris individuelle pour 10 souris M Cre injectées anti-GBM et 6 souris M + injectées était significativement plus élevé chez les souris M Cre (*p = 0,049). (C–F) L'anticorps anti-GBM et le dépôt de C3 dans les glomérules de souris ont été confirmés par microscopie à immunofluorescence. La quantification de l'intensité de fluorescence anti-GBM de mouton a montré une légère augmentation chez les souris M Cre (*p = 4,27 × 10 −7 83 glomérules de six souris M + injectées de GBM et 110 glomérules de sept souris M Cre injectées de GBM). Il n'y avait pas de différences significatives dans les dépôts de C3. L'intensité de fluorescence C3 a été mesurée dans 80 glomérules de six souris M + et 98 glomérules de sept souris M Cre. Barres d'échelle, 50 m.

En microscopie électronique, les souris M Cre témoins et les souris M + ayant reçu des anticorps anti-GBM ont montré des processus de pied de podocyte principalement normaux, avec un effacement focal occasionnel. En revanche, l'effacement focal était plus abondant chez les souris M Cre injectées d'anti-GBM que chez les souris M + injectées (Figure 8, A et B). Les souris M Cre atteintes de néphrite anti-GBM ont également montré d'autres signes ultrastructuraux de lésion des podocytes, tels que des membranes plasmiques basolatérales des podocytes complètement fusionnées au GBM. Dans la néphrite anti-GBM, les souris M Cre présentaient une perte de podocytes modeste mais significative, alors qu'il n'y avait pas de perte significative de podocytes chez les souris M + (Figure 8, C et D). Ainsi, dans la néphrite anti-GBM, la délétion d'IRE1α spécifique au podocyte a exacerbé l'albuminurie, ainsi que la perte de podocyte et les dommages ultrastructuraux.

FIGURE 8 : Les souris présentant une délétion podocytaire d'IRE1α et une néphrite anti-GBM présentent une perte de podocyte et un effacement du processus du pied. (A) Micrographies électroniques représentatives montrant un léger élargissement du processus du pied chez les souris IRE1α flox/floxCre (M Cre) non injectées et IRE1α flox/flox+ (M +) injectées et un élargissement plus important chez les souris M Cre injectées d'anticorps anti-GBM (24 h) . (B) Quantification des images montrant l'élargissement/l'effacement du processus du pied (N, nombre d'animaux). (C) Images d'immunofluorescence WT1 représentatives de souris atteintes de néphrite aiguë anti-GBM (24 h). Barre d'échelle, 50 m. (D) La quantification des cellules WT1-positives montre que le traitement par anticorps anti-GBM chez les souris M Cre a entraîné une perte modeste mais significative de podocytes (*p = 0,027 anti-GBM vs contrôle dans les groupes M Cre). Chez les souris M+, il n'y avait pas de diminution significative des podocytes après anticorps anti-GBM.

IRE1α contrôle le taux de formation physiologique des autophagosomes

Les études précédentes chez la souris présentant une délétion du domaine RNase IRE1α spécifique au podocyte ont montré que IRE1α contribue au maintien de l'intégrité du podocyte dans le vieillissement normal et la glomérulonéphrite. De plus, la délétion d'IRE1α semble perturber l'autophagie dans les podocytes. Pour aborder le mécanisme par lequel IRE1α régule l'autophagie, nous avons effectué d'autres études dans des cellules en culture. Tout d'abord, nous avons surexprimé FLAG-IRE1α WT et plusieurs mutants dans des cellules COS-1 par transfection transitoire et surveillé l'activité IRE1α RNase avec l'épissage Xbp1 en présence du stresseur ER tunicamycine, en utilisant la transcriptase inverse (RT)-PCR. L'expression de IRE1α WT et du mutant du site de phosphorylation S724A a augmenté l'épissage de Xbp1 au-delà de celui provoqué par la tunicamycine dans les cellules témoins transfectées avec le vecteur vide (Figure supplémentaire S3). L'expression des mutants K599A ou ΔR a réduit l'épissage de Xbp1 induit par la tunicamycine, indiquant que ces deux mutants agissent comme dominant négatif. Nous avons également testé l'effet de l'inhibiteur 4μ8C dirigé par l'IRE1α RNase. Pendant 6 h de co-traitement avec la tunicamycine, 4μ8C a bloqué puissamment l'épissage de Xbp1 (Figure supplémentaire S3).

Pour confirmer le rôle de IRE1α dans la régulation de l'autophagie, nous avons transitoirement transfecté des cellules COS-1 avec FLAG-IRE1α (WT, S724A, K599A ou ΔR) ou un vecteur vide. Nous avons changé de milieu de culture après 22 h pour éliminer le réactif de transfection résiduel, ainsi que pour reconstituer les acides aminés et les nutriments afin de garantir que les différences expérimentales ne sont pas causées par l'autophagie induite par la famine. Ensuite, nous avons traité les cellules avec de la chloroquine pour bloquer la dégradation des autophagosomes et permettre aux composants de surface (par exemple, LC3B-II) et au contenu de s'accumuler dans le cytoplasme (Tanida et al., 2008 Ni et al., 2011). L'expression de FLAG-IRE1α WT et des mutants est présentée sur la figure 9A. La quantification densitométrique a montré que l'expression de FLAG-IRE1α WT et K599A était comparable, tandis que l'expression de S724A et ΔR était 1,5 fois supérieure à WT (p < 0,0001 24 expériences). Le taux de formation/accumulation de vacuoles autophagiques a été déterminé en surveillant les niveaux de LC3B-II, car les niveaux de LC3B-I étaient comparables dans toutes les cellules. L'accumulation basale de LC3B-II était modeste, comme déterminé dans les cellules transfectées avec un vecteur vide, en l'absence de traitement à la chloroquine, alors que la chloroquine a induit une accumulation de LC3B-II à 2 et 6 h (Figure 9, A et C). La surexpression de IRE1α WT et S724A a légèrement augmenté le taux d'accumulation de LC3B-II induite par la chloroquine par rapport aux cellules transfectées par vecteur traitées à la chloroquine, mais cela n'était pas statistiquement significatif (Figure 9, A et C). Inversement, la surexpression des deux mutants dominants négatifs IRE1α K599A et ΔR a significativement réduit le taux d'accumulation de LC3B-II induit par la chloroquine à 2 et 6 h par rapport aux cellules surexprimant IRE1α WT (Figure 9, A et C). De plus, la surexpression d'IRE1α ΔR a considérablement réduit le taux d'accumulation par rapport à la transfection du vecteur vide (traité à la chloroquine), et K599A avait tendance à le faire également.

FIGURE 9 : IRE1α facilite la formation physiologique de vacuoles autophagiques. (A) Les cellules COS-1 transfectées de manière transitoire avec le vecteur (V), FLAG-IRE1α WT ou des mutants ont été traitées avec ou sans chloroquine (CQ, 50 M). Les niveaux de LC3B ont été mesurés par immunoblot après 2 ou 6 h. L'expression de FLAG-IRE1α a été confirmée en utilisant un anticorps anti-FLAG. (C) La quantification du taux d'accumulation de LC3B-II montre que la surexpression de IRE1α K599A et ΔR réduit considérablement la formation de LC3B-II par rapport à IRE1α WT. IRE1α ΔR abaisse également significativement le taux de formation de LC3B-II par rapport au témoin (vecteur), tandis que IRE1α K599A a tendance à abaisser le taux de formation par rapport au témoin (*p = 5,40 × 10 -7 [IRE1α] p = 1,09 × 10 −9 [CQ] p < 2,2 × 10 −16 [temps] p = 0,0018 [IRE1α × interaction temporelle] p = 1,07 × 10 −4 [CQ × interaction temporelle] sept expériences). (B) Les cellules COS-1 transfectées avec le vecteur (V), IRE1α WT ou K599A ont été traitées avec de la chloroquine (CQ, 50 M) plus un véhicule (DMSO [D]) ou MG132 (MG, 25 M). La surexpression de IRE1α K599A a réduit le taux d'accumulation de LC3B-II indépendamment du traitement par MG132. (D) La quantification du taux d'accumulation de LC3B-II au cours de la période de traitement à la chloroquine de 6 h montre que la surexpression de IRE1α K599A a considérablement réduit le taux d'accumulation de LC3B-II par rapport au témoin (vecteur vide) et par rapport à IRE1α WT. Les différences étaient significatives à 2 h et augmentaient encore à 6 h (*p = 0,0047 [IRE1α] p = 1,1 × 10 −14 [temps]). Ces effets étaient indépendants du MG132. Six expériences.

Il a été rapporté que l'inhibition du protéasome peut augmenter l'accumulation d'autophagosomes (Ding et al., 2007 Wang et al., 2013). Dans la prochaine étude, nous avons examiné si l'inhibition du protéasome peut stimuler l'autophagie au cours de la même évolution expérimentale que celle qui a révélé l'implication d'IRE1α. Les cellules exprimant le vecteur, FLAG-IRE1α WT ou K599A ont été cotraitées avec de la chloroquine et un véhicule (diméthylsulfoxyde [DMSO]) ou 25 uM de MG132. L'accumulation de LC3B-II a augmenté à 2 et 6 h dans tous les groupes, mais l'augmentation de LC3B-II était significativement plus faible aux deux moments dans le groupe IRE1α K599A (Figure 9, B et D). MG132 avait tendance à augmenter la LC3B-II à 2 et 6 h dans chacun des trois groupes, mais les différences entre les cellules traitées par MG132 et le véhicule n'étaient pas statistiquement significatives (Figure 9, B et D). Nous avons également mené des expériences séparées pour vérifier que MG132 ne peut pas moduler lui-même le taux de formation d'autophagosome dans les cellules COS-1. Après 6 h d'incubation, ni le traitement 25 µM MG132 seul ni le cotraitement MG132 avec la chloroquine n'ont pu potentialiser le taux de formation d'autophagosome au-delà de celui provoqué par la chloroquine seule (données non publiées).

IRE1α détermine le volume plutôt que le nombre d'autophagosomes

Pour étendre notre enquête sur les effets de IRE1α sur les niveaux de LC3-II, nous avons étudié la formation d'autophagosomes LC3B-II-positifs (autophagiques "puncta") dans les cellules COS-1 en surveillant la protéine fluorescente verte améliorée (eGFP) - fluorescence LC3B (N'Diaye et al., 2009 Mizushima et al., 2010). mCherry-eGFP-LC3B-I est exprimé de manière diffuse dans le cytoplasme, cependant, après induction de l'autophagie, mCherry-eGFP-LC3B-II se lie à la surface des autophagosomes, donnant des points lumineux qui sont à la fois mCherry et eGFP fluorescents. L'eGFP est désactivé dans les lysosomes acides, tandis que mCherry est stable aux acides, donc les points eGFP-mCherry positifs sont des autophagosomes ou des autolysosomes désacidifiés par la chloroquine, tandis que les points mCherry positifs sont des lysosomes ou des autolysosomes actifs.

Les cellules COS-1 cultivées sur des lamelles recouvertes de collagène ont été cotransfectées avec FLAG-IRE1α (WT, S724A, K599A ou ΔR) ou un vecteur vide, ainsi que mCherry-eGFP-LC3B (Figure 10, A–C). Les cellules ont été soit non traitées, soit traitées avec de la chloroquine. Quantifier uniquement la fluorescence eGFP des points lacrymaux colocalisés avec mCherry nous a permis de surveiller les points lacrymaux autophagiques indépendamment des lysosomes, des autolysosomes, de la LC3B-I diffuse et de l'autofluorescence du canal vert. La zone de puncta a augmenté en présence de chloroquine dans les cellules transfectées avec le vecteur, IRE1α WT– et S724A. Par rapport à ces groupes, les mutants K599A et ΔR ont réduit la surface cellulaire occupée par les points lacrymogènes autophagiques (Figure 10, A et B). L'augmentation de la surface des puncta s'explique en grande partie par l'augmentation de la taille des puncta (figure 10C) et non par le nombre de puncta. L'immunofluorescence utilisant l'anticorps FLAG a révélé FLAG-IRE1α WT et des mutants dans les cellules transfectées respectives, avec une expression périnucléaire robuste de IRE1α et, dans une moindre mesure, une expression filamenteuse-cytoplasmique, comme prévu pour une protéine transmembranaire du RE (figure 12D).

FIGURE 10 : IRE1α module le volume de l'autophagosome. (A) Les cellules COS-1 ont été cotransfectées de manière transitoire avec FLAG-IRE1α WT ou des mutants et mCherry-eGFP-LC3B. Les cellules ont été non traitées ou traitées à la chloroquine (CQ, 50 µM) et examinées après 6 h. Le rapporteur mCherry-eGFP-LC3B n'a pas été transfecté dans les cellules présentées dans la première rangée (contrôle négatif). (B) La quantification a révélé que la zone lacrymale (la zone transversale occupée par les points lacrymaux autophagiques pour 1 000 m 2 de surface cellulaire totale) était plus faible dans les cellules surexprimant K599A et ΔR traitées à la chloroquine par rapport au WT traité ou au vecteur/témoin ( *p = 1,11 × 10 −10 [IRE1α] p < 2,2 × 10 −16 [CQ] p = 4,19 × 10 −8 [IRE1α × CQ interaction]). (C) Section transversale par autophagosome (taille du punctum) parallèle à la zone punctale. IRE1α WT ou S724A a augmenté la taille du point lacrymal par rapport au contrôle, K599A ou ΔR (*p = 4,20 × 10 −5 [IRE1α] p < 2,2 × 10 −16 [CQ] p = 7,82 × 10 −3 [interaction IRE1α × CQ]). (D) Les cellules exprimant le vecteur vide ou FLAG-IRE1α WT ou des mutants ont été immunocolorées avec un anticorps anti-FLAG (IgG non immunitaire chez les témoins). IRE1α POIDS. et les mutants présentent une coloration cytoplasmique avec une accentuation périnucléaire. Pour B et C, le nombre d'essais et le nombre de cellules quantifiées sont indiqués sous les colonnes.

L'induction de l'autophagie via IRE1α ne nécessite pas d'activité RNase IRE1α

Étant donné que IRE1α K599A (un mutant inactif pour les kinases et les RNases) et ΔR (mutant de délétion du domaine RNase qui peut se lier à l'ATP) ont tous deux réduit le taux de formation d'autophagosome (Figure 9), nous avons ensuite déterminé si ce processus nécessitait la présence physique du Domaine RNase ou activité RNase. Les cellules COS-1 ont été cotraitées avec de la chloroquine plus un véhicule ou l'inhibiteur de la RNase IRE1α 4μ8C. Sur une période de 24 h, 4μ8C n'a eu aucun effet significatif sur le taux d'accumulation de LC3B-II (figure 11A). De plus, il n'y avait aucune différence dans le rapport LC3B-II/I ou le rapport LC3B-II/actine (Figure 11, C et D). Pour valider que 4μ8C inhibait efficacement l'activité RNase IRE1α, nous avons co-incubé des cellules avec 4μ8C et tunicamycine et démontré que 4μ8C abolissait l'épissage Xbp1 induit par la tunicamycine (figure 11B). Par conséquent, ces données suggèrent fortement que la formation d'autophagosome nécessite une activité kinase IRE1α et la présence du domaine RNase C-terminal (peut-être un site de liaison aux protéines) mais pas une activité RNase IRE1α. Notez que IRE1α WT peut potentiellement induire une clusterisation IRE1α, entraînant un épissage Xbp1 dans des conditions non stressées. Un tel effet ne peut être entièrement exclu dans ces conditions expérimentales.

FIGURE 11 : La formation d'autophagosome médiée par IRE1α ne nécessite pas d'activité RNase. (A) Les cellules COS-1 ont été traitées avec de la chloroquine (CQ, 50 M), l'inhibiteur de la RNase IRE1α 4μ8c (10 M) ou un véhicule (DMSO). La quantification du taux de formation d'autophagosome jusqu'à 24 h tel que rapporté par LC3B-II normalisé à l'actine (C) ou le rapport LC3B-II à I (D) n'a révélé aucune différence significative dans la présence ou l'absence de 4μ8c, bien que LC3B- II a augmenté avec le temps (C : p = 2,21 × 10 −6 D : p = 9,34 × 10 −5 trois expériences). (B) La tunicamycine (T, 10 g/ml) a induit l'épissage de Xbp1, et cet effet a été bloqué par 4μ8c (4μ, 10 M) à 6 et 24 h. NR, contrôle négatif sans transcriptase inverse NT, contrôle négatif sans matrice Tx, traitement.

L'inhibition de IRE1α permet le shunt du substrat dans ERAD

Nos résultats ont impliqué un rôle pour IRE1α dans la médiation du flux autophagique basal. Cependant, outre l'autophagie, IRE1α a été lié à ERAD. Ainsi, nous avons examiné si la dégradation des protéines mal repliées du RE impliquait également une ERAD dépendante de IRE1α ou une diaphonie autophagie-ERAD. La dégradation de la protéine fluorescente jaune CD3δ exprimée de manière ectopique (YFP) en présence de cycloheximide (pour bloquer la synthèse des protéines) a été utilisée pour surveiller l'ERAD (Menendez-Benito et al., 2005). Le CD3δ-YFP est rétrotransloqué du RE dans le cytoplasme puis dégradé par le protéasome.Les cellules COS-1 ont été cotransfectées avec CD3δ-YFP et IRE1α et, après 24 h, elles ont été traitées avec du cycloheximide pendant 6 h. Au cours de la période de 6 h, la quantité de CD3δ-YFP a diminué d'environ 40 % (similaire aux résultats présentés sur la figure 12D, groupe vecteur/DMSO). Ni la surexpression d'IRE1α WT ni la surexpression de K599A n'ont affecté le taux de dégradation de CD3δ-YFP par rapport au témoin (similaire à la figure 12D). Nous avons ensuite examiné si IRE1α pouvait moduler l'ERAD en présence d'une capacité protéasomale réduite (inhibition partielle du protéasome avec MG132). Les cellules COS-1 ont été cotransfectées avec CD3δ-YFP et IRE1α WT, S724A, K599A, R, ou un vecteur vide (figure 12A). Après 24 h, les cellules ont été traitées pendant 2 h avec une faible dose de MG132 (10 µM) pour inhiber partiellement le protéasome et permettre l'accumulation de CD3δ-YFP. Ensuite, du cycloheximide a été ajouté pour inhiber la synthèse des protéines. En présence de MG132 à faible dose, le niveau de CD3δ-YFP était presque constant au fil du temps dans les cellules traitées au cycloheximide qui avaient été cotransfectées avec un vecteur vide ou IRE1α WT (Figure 12, A et B). Ce résultat a été prédit pour le contrôle vectoriel vide car MG132 inhiberait partiellement la dégradation protéasomale de CD3δ-YFP. La surexpression de IRE1α WT n'a pas surmonté le blocage partiel du protéasome en favorisant la dégradation de CD3δ-YFP, indiquant que IRE1α était incapable d'améliorer ERAD. Cependant, la surexpression des mutants K599A et ΔR a considérablement amélioré la dégradation de CD3δ-YFP (Figure 12, A et B) tout en bloquant le flux autophagique à des moments comparables (Figure 9C). La surexpression d'IRE1α S724A a légèrement amélioré la dégradation de CD3δ-YFP, bien que cet effet n'ait pas été statistiquement significatif (figure 12B). Notez que le niveau de CD3δ-YFP avait tendance à augmenter en l'absence de cycloheximide dans les cellules témoins (Figure 12B), suggérant qu'il y avait une synthèse en cours du rapporteur par conséquent, tous les effets de IRE1α WT et des mutants sur CD3δ-YFP ont été étudiés en présence de cycloheximide, où les changements de CD3δ-YFP reflètent la dégradation. Ensemble, ces résultats sont en accord avec l'idée que dans des conditions basales, IRE1α est un régulateur positif de l'autophagie mais pas ERAD. Notez également qu'une inhibition partielle de l'activité protéasomale avec une faible dose de MG132 était nécessaire pour observer l'amélioration de l'ERAD par les mutants K599A et ΔR.

FIGURE 12 : Les mutants IRE1α dominants négatifs (K599A et R) accélèrent la dégradation de CD3δ-YFP. (A) Les cellules COS-1 cotransfectées avec FLAG-IRE1α (WT ou mutants) et le rapporteur ERAD CD3δ-YFP ont été prétraitées avec MG132 (MG, 10 M) pour bloquer partiellement le protéasome. A 2 h, du véhicule (DMSO) ou du cycloheximide (CX, 25 µg/ml) a été ajouté. Les lysats ont été soumis à un immunotransfert après 2 ou 6 heures supplémentaires, comme indiqué. L'expression de IRE1α et CD3δ-YFP a été confirmée en utilisant des anticorps anti-FLAG et anti-GFP, respectivement. La surexpression de IRE1α K599A ou ΔR a amélioré la dégradation de CD3δ-YFP. La piste étiquetée « – » est un échantillon témoin transfecté et traité au cycloheximide, ce qui confirme la spécificité du signal CD3δ-YFP. (B) La quantification densitométrique a montré qu'en présence de cycloheximide, la surexpression de IRE1α K599A ou ΔR a amélioré la dégradation de CD3δ-YFP par rapport au vecteur. De plus, IRE1α K599A a amélioré la dégradation de CD3δ-YFP par rapport à WT (*p = 0,003 [IRE1α] p = 0,0065 [CX] p = 0,003 [IRE1α × interaction temporelle cinq expériences]. (C) Les cellules COS-1 coexprimant IRE1α WT et CD3δ-YFP ont été cotraitées avec du cycloheximide avec soit un véhicule (DMSO [D]) soit de la tunicamycine (Tm ou T, 5 g/ml). Les lysats ont été immunoblottés 2, 4 et 8 h après le traitement. Les pistes étiquetées « V only » sont sans transfection de CD3δ-YFP. (D) La quantification densitométrique montre que la tunicamycine a stimulé la dégradation de CD3δ-YFP dans les cellules transfectées par vecteur et IRE1α. IRE1α n'a pas modulé la dégradation induite par la tunicamycine de CD3δ-YFP, c'est-à-dire que la surexpression d'IRE1α WT n'a pas potentialisé la dégradation induite par la tunicamycine de CD3δ-YFP, et IRE1α K599A n'a pas exercé d'effet inhibiteur (*p = 4,12 × 10 -5 [Tm] p = 3,70 × 10 −15 [CX + temps] six expériences).

La tunicamycine améliore ERAD indépendamment de IRE1α

Dans cette expérience, nous avons étudié le rôle régulateur de IRE1α dans les cellules soumises au stress du RE induit par la tunicamycine. Dans une étude préliminaire, nous avons constaté qu'une incubation de 6 h avec 5 g/ml de tunicamycine bloquait puissamment la glycosylation de CD3δ-YFP (données non publiées), ce qui correspond à l'induction d'un mauvais repliement des protéines et du stress du RE. Les cellules COS-1 ont été cotransfectées avec IRE1α (WT ou K599A) ou un vecteur vide avec CD3δ-YFP pour surveiller ERAD. Après 24 h, les cellules ont été traitées pendant 2 h soit avec un véhicule (DMSO) soit avec 5 g/ml de tunicamycine plus cycloheximide pour induire simultanément un mauvais repliement de la protéine ER tout en inhibant la synthèse protéique. Le traitement à la tunicamycine dans toutes les cellules a significativement amélioré la dégradation de CD3δ-YFP, mais cela n'a pas été affecté par IRE1α WT ou K599A (Figure 12, C et D). Ainsi, ERAD peut être régulé à la hausse en raison d'une accumulation de protéines mal repliée, cependant, cela se produit indépendamment de la surexpression ectopique d'IRE1α ou de l'inhibition de l'IRE1α endogène.


Résultats

Glycocalyx dans les capillaires continus

Les capillaires du cœur sont classés comme continus. L'examen SEM standard de la face luminale de l'endothélium capillaire cardiaque a montré des jonctions serrées intracellulaires, mais aucune perforation transcellulaire n'a également été détectée dans le glycocalyx endothélial (Fig. 1a1 et a2). Cependant, la coloration au nitrate de lanthane a révélé des structures ressemblant à de la mousse ou du brocoli sur les cellules endothéliales, que nous soupçonnions d'être du glycocalyx endothélial (Fig. 1b1). Pour confirmer que ces structures étaient en fait du glycocalyx endothélial, nous avons utilisé la méthode des électrons rétrodiffusés sous SEM (Fig. 1b2). Les électrons de haute énergie rétrodiffusés détectés qui ont rebondi sur la surface de l'échantillon ont indiqué la présence de métaux dans l'échantillon. L'emplacement des électrons rétrodiffusés correspondait à une structure en forme de buisson, suggérant que la structure était un glycocalyx endothélial coloré au nitrate de lanthane. Pour plus de confirmation, nous avons effectué une analyse élémentaire de cette structure en utilisant la spectroscopie à rayons X à dispersion d'énergie (Fig. 1c1). L'analyse spectroscopique a montré que la structure contenait du lanthane ainsi que du carbone, de l'oxygène et du phosphore (Fig. 1C2), ce qui indique que la structure était du glycocalyx. De plus, la MET a confirmé la présence de structures en forme de buisson à la surface des cellules endothéliales (Fig. 1d1 et d2). Le pourcentage de surface de glycocalyx endothélial dans les capillaires était de 13,6 ± 2,0 %.

Microscopie électronique à balayage et à transmission montrant le glycocalyx des capillaires continus du cœur dans des conditions normales. a1 Capillaire cardiaque sans coloration au nitrate de lanthane. a2 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge carré dans (a1). Les capillaires continus du cœur ont une fine membrane basale continue. b1 Capillaire cardiaque avec coloration au nitrate de lanthane. Le glycocalyx endothélial, qui est la structure en forme de buisson, peut être vu à la surface de l'endothélium vasculaire. b2 Image en microscopie électronique rétrodiffusée du même spécimen que dans (b1). L'emplacement des électrons rétrodiffusés est conforme à la structure en forme de buisson. c1 Image spectroscopique à dispersion d'énergie d'un capillaire cardiaque coloré au nitrate de lanthane. c2 Analyse des ingrédients de la zone au sein de la rectangle rouge dans (c1). La structure en forme de buisson comprend du lanthane, indiquant que cette structure est le glycocalyx endothélial. C Carbone, O Oxygène, P Phosphore, S Silicium, La Lanthane. d1 Imagerie au microscope électronique à transmission du capillaire cardiaque avec coloration au nitrate de lanthane. d2 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (d1). Le glycocalyx endothélial peut également être vu à la surface de l'endothélium vasculaire

Glycocalyx dans les capillaires fenêtrés

Les cellules endothéliales comprenant les capillaires fenêtrés trouvés dans les glomérules rénaux ont des pores qui permettent aux petites molécules de pénétrer mais limitent la diffusion des protéines. En utilisant SEM sans coloration au nitrate de lanthane, nous avons facilement détecté les pores dans l'endothélium glomérulaire (Fig. 2a1). De plus, la méthode des électrons rétrodiffusés a confirmé la présence de glycocalyx endothélial recouvrant la surface luminale des capillaires glomérulaires (Fichier supplémentaire 1 : Figure S1a). SEM avec coloration au nitrate de lanthane a montré que les pores étaient rétrécis par le glycocalyx de telle sorte qu'ils étaient presque obstrués (Fig. 2a2 et a3). De plus, la MET avec fixation au nitrate de lanthane a montré que la couche de glycocalyx endothélial tapissait les fenestrations ouvertes et recouvrait la surface des podocytes (Fig. 3a2 et a3). Le pourcentage de surface de glycocalyx endothélial dans les capillaires était de 16,7 ± 1,8 %.

Microscopie électronique à balayage montrant le glycocalyx dans les capillaires fenêtrés du rein et les sinusoïdes du foie dans des conditions normales. une Ultrastructure des capillaires glomérulaires dans des conditions normales. a1 Capillaire fenêtré sans coloration au nitrate de lanthane. De petits pores sont présents à la surface des cellules endothéliales. a2, a3 Coloration au nitrate de lanthane pour visualiser le glycocalyx endothélial. a3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (a2). Le glycocalyx endothélial recouvre la surface des capillaires glomérulaires. b Ultrastructure des podocytes sur la surface externe du glomérule dans des conditions normales. b1 Podocytes sans coloration au nitrate de lanthane. De nombreux podocytes s'entrelacent fermement les uns aux autres pour former un maillage. b2, b3 Glycocalyx sur podocytes visualisé par coloration au nitrate de lanthane. b3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (b2). Le glycocalyx recouvre la surface des podocytes. c Ultrastructure des sinusoïdes hépatiques dans des conditions normales. c1 Sinusoïde sans coloration au nitrate de lanthane. Les sinusoïdes du foie sont des capillaires à pores ouverts. c2, c3 Glycocalyx visualisé dans les sinusoïdes. c3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (c2). Le glycocalyx endothélial dans les sinusoïdes ne recouvre pas les fenestrations ouvertes mais est également présent dans l'espace de Disse

Microscopie électronique à transmission montrant le glycocalyx dans les capillaires fenêtrés glomérulaires et les sinusoïdes hépatiques dans des conditions normales. une Ultrastructure des capillaires glomérulaires dans des conditions normales. a1 Capillaire glomérulaire sans coloration au nitrate de lanthane. L'endothélium glomérulaire sain est composé de trois couches, dont les cellules endothéliales (flèche noire), ainsi que la membrane basale et les podocytes (flèche rouge), qui sont liés les uns aux autres. a2, a3 Coloration au nitrate de lanthane pour visualiser le glycocalyx. a3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (a2). Le glycocalyx est présent à la surface des capillaires glomérulaires et des podocytes. b Ultrastructure des sinusoïdes hépatiques dans des conditions normales. b1 Sinusoïde sans coloration au nitrate de lanthane. La sinusoïde est composée de cellules endothéliales plates discontinues (flèche noire) et a de grands pores. L'espace de Disse est situé sous l'endothélium (flèche rouge). b2, b3 Glycocalyx visualisé dans les sinusoïdes. b3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (b2). La couche de glycocalyx endothéliale des sinusoïdes est mince (flèche noire) et est également présent dans l'espace de Disse (flèche rouge)

Glycocalyx des sinusoïdes

Les sinusoïdes dans le foie forment des structures volumineuses et irrégulièrement anastomosées. Les cellules endothéliales constituant la paroi sinusoïdale sont aplaties et n'ont pas de membrane basale (Figs. 2c1 et 3b1). Des électrons rétrodiffusés ont été détectés à partir des capillaires sinusoïdaux dans des spécimens colorés au nitrate de lanthane (Fichier supplémentaire 1 : Figure S1c). Le glycocalyx endothélial des sinusoïdes n'obstruait pas les fenestrations ouvertes, et la hauteur du glycocalyx était inférieure à celle des capillaires continus et fenêtrés (Figs. 2c3 et 3b3). De plus, la MET a révélé la présence de glycocalyx autour des cellules endothéliales, non seulement du côté luminal mais aussi du côté tourné vers l'espace de Disse. Le pourcentage de surface de glycocalyx endothélial dans les capillaires était de 3,7 ± 0,3 %.

Glycocalyx dans des conditions de vascularite septique

Pour produire un modèle expérimental d'endotoxémie, nous avons administré par voie intrapéritonéale 20 mg/kg de LPS à des souris mâles C57BL6 âgées de 10 semaines. Quarante-huit heures après l'administration du LPS, 8 (16 %) des 50 souris injectées étaient encore en vie (Fichier supplémentaire 2 : Figure S2a). Le syndécan-1 est la protéine centrale du protéoglycane sulfate d'héparane, qui comprend le glycocalyx. Le syndécan-1 est libéré de l'endothélium lors d'une lésion du glycocalyx, provoquant une augmentation de sa concentration dans la circulation [23]. Nous avons constaté que les taux plasmatiques de syndécan-1 avaient atteint 7,8 ± 0,9 ng/ml 12 h après l'injection de LPS et 14,4 ± 2,0 ng/ml 24 h après l'injection. Cependant, 48 h après l'injection de LPS, les taux plasmatiques de syndécan-1 étaient revenus à la ligne de base (Fichier supplémentaire 2 : Figure S2b). Dans le cœur, l'injection de LPS a induit des modifications œdémateuses des capillaires continus, de sorte que la fibrine s'est déposée à l'intérieur de la lumière capillaire. Chez les souris ayant reçu du LPS, l'épaisseur de la paroi endothéliale était significativement augmentée par rapport aux souris fictives (sham 101,4 ± 10,1 nm, LPS 285,4 ± 37,7 nm p < 0.05). De plus, le glycocalyx était parfois décollé de la surface luminale du capillaire pour former des débris (Figs. 4a et 5a). Le pourcentage de surface de glycocalyx endothélial dans les capillaires a été significativement diminué dans des conditions septiques par rapport aux souris fictives (Fichier supplémentaire 3 : Figure S3a). Dans le rein, l'injection de LPS a brisé les trois couches étroitement liées du capillaire glomérulaire constituées des cellules endothéliales fenêtrées, de la membrane basale et des podocytes. Cela a rendu les pores endothéliaux moins bien définis, et il y avait un élargissement de l'espace entre la membrane basale et les podocytes. Le glycocalyx a été décollé et a formé un résidu dans la lumière capillaire (figures 4b et 5b). Le pourcentage de surface de glycocalyx endothélial dans les capillaires a été significativement diminué dans des conditions septiques par rapport aux souris fictives (Fichier supplémentaire 3 : Figure S3b). Dans le foie, les fenestrations dans les sinusoïdes semblaient être fermées par les modifications oedémateuses des cellules endothéliales 48 h après l'injection de LPS. Le glycocalyx endothélial semble avoir été répandu dans l'espace de Disse (Figs. 4c et 5c). Le pourcentage de surface de glycocalyx endothélial dans les capillaires a été significativement diminué dans des conditions septiques par rapport aux souris fictives (Fichier supplémentaire 3 : Figure S3c).

Microscopie électronique à balayage montrant le glycocalyx dans des capillaires continus, fenêtrés et sinusoïdaux dans des conditions septiques. une Ultrastructure des capillaires continus dans le coeur en conditions septiques. a1 Capillaire continu sans coloration au nitrate de lanthane. L'épaississement de la paroi endothéliale est présumé être dû à des modifications œdémateuses liées à l'inflammation. a2, a3 Coloration au nitrate de lanthane pour visualiser le glycocalyx endothélial. a3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (a2). Le glycocalyx endothélial est décollé de la surface des cellules endothéliales et le résidu se trouve à l'intérieur de la lumière vasculaire (flèche blanche). b Ultrastructure des capillaires glomérulaires en conditions septiques. b1 Capillaire fenêtré sans coloration au nitrate de lanthane. La destruction de la structure des petits pores est observable. De plus, la paroi endothéliale apparaît œdémateuse. b2, b3 Coloration au nitrate de lanthane pour visualiser le glycocalyx endothélial. b3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (b2). Le glycocalyx est rejeté des cellules endothéliales, et le résidu de celui-ci existe à l'intérieur de la lumière vasculaire (flèche blanche). c Ultrastructure des sinusoïdes hépatiques en conditions septiques. c1 Sinusoïde sans coloration au nitrate de lanthane. Les gros pores sont presque complètement obstrués (flèche blanche). c2, c3 Glycocalyx visualisé dans les sinusoïdes. c3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (c2). Le glycocalyx endothélial sinusoïdal est décollé des cellules endothéliales et le résidu est présent à l'intérieur de la lumière vasculaire (flèche blanche)

Microscopie électronique à transmission montrant le glycocalyx dans les capillaires dans des conditions septiques. une Ultrastructure des capillaires cardiaques en conditions septiques. a1 Capillaire continu sans coloration au nitrate de lanthane. La paroi capillaire apparaît œdémateuse et il y a de la fibrine déposée à l'intérieur de la lumière capillaire. a2, a3 Coloration au nitrate de lanthane pour visualiser le glycocalyx endothélial. a3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (a2). Le glycocalyx endothélial est décollé, et il y a peu de glycocalyx sur les cellules endothéliales (flèche rouge). b Ultrastructure des capillaires glomérulaires en conditions septiques. b1 Capillaire glomérulaire sans coloration au nitrate de lanthane. Il y a un espace entre les podocytes et la membrane basale dans des conditions septiques (Flèches rouges). b2, b3 Coloration au nitrate de lanthane pour visualiser le glycocalyx. b3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (b2). Le glycocalyx est rejeté de la surface des cellules endothéliales glomérulaires et des podocytes. c Ultrastructure des sinusoïdes hépatiques en conditions septiques. c1 Sinusoïde sans coloration au nitrate de lanthane. Alors que la sinusoïde est normalement composée de cellules endothéliales plates discontinues, ici les cellules endothéliales sont devenues œdémateuses et les gros pores sont fermés (flèche rouge). c2, c3 Glycocalyx visualisé dans les sinusoïdes. c3 Vue agrandie de la zone à l'intérieur du rectangle rouge dans (c2). La couche de glycocalyx endothéliale des sinusoïdes s'est décollée et l'espace de Disse est devenu flou


30.2 Tiges

À la fin de cette section, vous serez en mesure d'effectuer les opérations suivantes :

  • Décrire la fonction principale et la structure de base des tiges
  • Comparer et contraster les rôles du tissu dermique, du tissu vasculaire et du tissu terrestre
  • Distinguer croissance primaire et croissance secondaire dans les tiges
  • Résumer l'origine des cernes annuels
  • Énumérer et décrire des exemples de tiges modifiées

Les tiges font partie du système de pousses d'une plante. Leur longueur peut aller de quelques millimètres à plusieurs centaines de mètres, et leur diamètre varie également selon le type de plante. Les tiges sont généralement au-dessus du sol, bien que les tiges de certaines plantes, comme la pomme de terre, poussent également sous terre. Les tiges peuvent être de nature herbacée (douce) ou ligneuse. Leur fonction principale est de fournir un support à la plante, en tenant des feuilles, des fleurs et des bourgeons dans certains cas, les tiges stockent également de la nourriture pour la plante.Une tige peut être non ramifiée, comme celle d'un palmier, ou elle peut être très ramifiée, comme celle d'un magnolia. La tige de la plante relie les racines aux feuilles, aidant à transporter l'eau et les minéraux absorbés vers différentes parties de la plante. Il aide également à transporter les produits de la photosynthèse, à savoir les sucres, des feuilles vers le reste de la plante.

Les tiges des plantes, qu'elles soient aériennes ou souterraines, sont caractérisées par la présence de nœuds et d'entre-nœuds (Figure 30.4). Les nœuds sont des points d'attache pour les feuilles, les racines aériennes et les fleurs. La région de tige entre deux nœuds est appelée un entre-nœud. La tige qui s'étend de la tige à la base de la feuille est le pétiole. Un bourgeon axillaire se trouve généralement à l'aisselle - la zone entre la base d'une feuille et la tige - où il peut donner naissance à une branche ou à une fleur. L'apex (pointe) de la pousse contient le méristème apical à l'intérieur du bourgeon apical.

Anatomie de la tige

La tige et les autres organes végétaux proviennent du tissu broyé et sont principalement constitués de tissus simples formés de trois types de cellules : les cellules du parenchyme, du collenchyme et du sclérenchyme.

Les cellules du parenchyme sont les cellules végétales les plus courantes (Figure 30.5). On les trouve dans la tige, la racine, l'intérieur de la feuille et la pulpe du fruit. Les cellules du parenchyme sont responsables des fonctions métaboliques, telles que la photosynthèse, et elles aident à réparer et à cicatriser les plaies. Certaines cellules du parenchyme stockent également de l'amidon.

Les cellules du collenchyme sont des cellules allongées avec des parois inégalement épaissies (Figure 30.6). Ils fournissent un soutien structurel, principalement à la tige et aux feuilles. Ces cellules sont vivantes à maturité et se trouvent généralement sous l'épiderme. Les "fils" d'une branche de céleri sont un exemple de cellules de collenchyme.

Les cellules de sclérenchyme fournissent également un soutien à la plante, mais contrairement aux cellules de collenchyme, beaucoup d'entre elles sont mortes à maturité. Il existe deux types de cellules de sclérenchyme : les fibres et les scléréides. Les deux types ont des parois cellulaires secondaires épaissies par des dépôts de lignine, un composé organique qui est un composant clé du bois. Les fibres sont longues, les cellules minces des scléréides sont de plus petite taille. Les scléréides donnent aux poires leur texture granuleuse. Les humains utilisent des fibres de sclérenchyme pour fabriquer du lin et de la corde (Figure 30.7).

Connexion visuelle

Quelles couches de la tige sont constituées de cellules de parenchyme ?

Comme le reste de la plante, la tige a trois systèmes tissulaires : dermique, vasculaire et broyé. Chacune se distingue par des types cellulaires caractéristiques qui effectuent des tâches spécifiques nécessaires à la croissance et à la survie de la plante.

Tissu cutané

Le tissu dermique de la tige est principalement constitué d'épiderme, une seule couche de cellules recouvrant et protégeant le tissu sous-jacent. Les plantes ligneuses ont une couche externe résistante et imperméable de cellules de liège communément appelées écorce, qui protège davantage la plante des dommages. Les cellules épidermiques sont les plus nombreuses et les moins différenciées des cellules de l'épiderme. L'épiderme d'une feuille contient également des ouvertures appelées stomates, à travers lesquelles s'effectue l'échange de gaz (figure 30.8). Deux cellules, appelées cellules de garde, entourent chaque stomie foliaire, contrôlant son ouverture et sa fermeture et régulant ainsi l'absorption de dioxyde de carbone et la libération d'oxygène et de vapeur d'eau. Les trichomes sont des structures ressemblant à des cheveux à la surface de l'épiderme. Ils aident à réduire la transpiration (la perte d'eau par les parties aériennes des plantes), à augmenter la réflectance solaire et à stocker des composés qui défendent les feuilles contre la prédation par les herbivores.

Tissu vasculaire

Le xylème et le phloème qui composent le tissu vasculaire de la tige sont disposés en brins distincts appelés faisceaux vasculaires, qui montent et descendent le long de la tige. Lorsque la tige est vue en coupe transversale, les faisceaux vasculaires de tiges de dicotylédones sont disposés en anneau. Chez les plantes à tiges qui vivent plus d'un an, les faisceaux individuels poussent ensemble et produisent les anneaux de croissance caractéristiques. Dans les tiges de monocotylédones, les faisceaux vasculaires sont dispersés au hasard dans le tissu du sol (figure 30.9).

Le tissu du xylème a trois types de cellules : le parenchyme du xylème, les trachéides et les éléments vasculaires. Les deux derniers types conduisent l'eau et sont morts à maturité. Les trachéides sont des cellules du xylème avec des parois cellulaires secondaires épaisses qui sont lignifiées. L'eau se déplace d'une trachéide à une autre à travers des régions sur les parois latérales appelées fosses, où les parois secondaires sont absentes. Les éléments vasculaires sont des cellules du xylème avec des parois plus minces, ils sont plus courts que les trachéides. Chaque élément de cuve est relié au suivant au moyen d'une plaque perforée au niveau des parois d'extrémité de l'élément. L'eau se déplace à travers les plaques perforées pour remonter la plante.

Le tissu du phloème est composé de cellules de tube criblé, de cellules compagnes, de parenchyme de phloème et de fibres de phloème. Une série de cellules de tube criblé (également appelées éléments de tube criblé) sont disposées bout à bout pour former un long tube criblé, qui transporte des substances organiques telles que des sucres et des acides aminés. Les sucres s'écoulent d'une cellule de tube criblé à la suivante à travers des plaques criblées perforées, qui se trouvent aux jonctions d'extrémité entre deux cellules. Bien qu'encore vivants à maturité, le noyau et d'autres composants cellulaires des cellules du tube criblé se sont désintégrés. Les cellules compagnes se trouvent à côté des cellules du tube criblé, leur fournissant un soutien métabolique. Les cellules compagnes contiennent plus de ribosomes et de mitochondries que les cellules du tube criblé, qui manquent de certains organites cellulaires.

Tissu moulu

Le tissu broyé est principalement constitué de cellules de parenchyme, mais peut également contenir des cellules de collenchyme et de sclérenchyme qui aident à soutenir la tige. Le tissu broyé vers l'intérieur du tissu vasculaire dans une tige ou une racine est appelé moelle, tandis que la couche de tissu entre le tissu vasculaire et l'épiderme est appelée cortex.

Croissance des tiges

La croissance des plantes se produit lorsque les tiges et les racines s'allongent. Certaines plantes, en particulier celles qui sont ligneuses, augmentent également en épaisseur au cours de leur durée de vie. L'augmentation de la longueur de la pousse et de la racine est appelée croissance primaire et résulte de la division cellulaire dans le méristème apical de la pousse. La croissance secondaire est caractérisée par une augmentation de l'épaisseur ou de la circonférence de la plante et est causée par la division cellulaire dans le méristème latéral. La figure 30.10 montre les zones de croissance primaire et secondaire d'une plante. Les plantes herbacées subissent principalement une croissance primaire, avec pratiquement aucune croissance secondaire ou augmentation d'épaisseur. La croissance secondaire ou « bois » est perceptible chez les plantes ligneuses, elle se produit chez certaines dicotylédones, mais se produit très rarement chez les monocotylédones.

Certaines parties de la plante, telles que les tiges et les racines, continuent de croître tout au long de la vie d'une plante : un phénomène appelé croissance indéterminée. D'autres parties de la plante, telles que les feuilles et les fleurs, présentent une croissance déterminée, qui cesse lorsqu'une partie de la plante atteint une taille particulière.

Croissance primaire

La plupart des croissances primaires se produisent aux sommets ou aux extrémités des tiges et des racines. La croissance primaire est le résultat de la division rapide des cellules dans les méristèmes apicaux à l'extrémité des pousses et des racines. L'allongement ultérieur des cellules contribue également à la croissance primaire. La croissance des pousses et des racines lors de la croissance primaire permet aux plantes de rechercher en permanence l'eau (racines) ou la lumière du soleil (pousses).

L'influence du bourgeon apical sur la croissance globale de la plante est connue sous le nom de dominance apicale, qui diminue la croissance des bourgeons axillaires qui se forment le long des côtés des branches et des tiges. La plupart des conifères présentent une forte dominance apicale, produisant ainsi la forme conique typique d'arbre de Noël. Si le bourgeon apical est retiré, les bourgeons axillaires commenceront à former des branches latérales. Les jardiniers utilisent ce fait lorsqu'ils taillent les plantes en coupant le sommet des branches, favorisant ainsi la croissance des bourgeons axillaires, donnant à la plante une forme touffue.

Lien vers l'apprentissage

Regardez cette vidéo de BBC Nature montrant comment la photographie en accéléré capture la croissance des plantes à grande vitesse.

Croissance secondaire

L'augmentation de l'épaisseur de la tige qui résulte de la croissance secondaire est due à l'activité des méristèmes latéraux, qui font défaut chez les plantes herbacées. Les méristèmes latéraux comprennent le cambium vasculaire et, chez les plantes ligneuses, le cambium du liège (voir Figure 30.10). Le cambium vasculaire est situé juste à l'extérieur du xylème primaire et à l'intérieur du phloème primaire. Les cellules du cambium vasculaire se divisent et forment le xylème secondaire (trachéides et éléments vasculaires) à l'intérieur, et le phloème secondaire (éléments criblés et cellules compagnes) à l'extérieur. L'épaississement de la tige qui se produit lors de la croissance secondaire est dû à la formation de phloème secondaire et de xylème secondaire par le cambium vasculaire, ainsi qu'à l'action du liège cambium, qui forme la couche externe dure de la tige. Les cellules du xylème secondaire contiennent de la lignine, qui fournit la robustesse et la force.

Chez les plantes ligneuses, le liège cambium est le méristème latéral le plus externe. Il produit des cellules de liège (écorce) contenant une substance cireuse connue sous le nom de subérine qui peut repousser l'eau. L'écorce protège la plante contre les dommages physiques et aide à réduire la perte d'eau. Le liège cambium produit également une couche de cellules appelée phelloderme, qui pousse vers l'intérieur à partir du cambium. Le liège cambium, les cellules de liège et le phelloderme sont collectivement appelés le périderme. Le périderme se substitue à l'épiderme chez les plantes matures. Chez certaines plantes, le périderme présente de nombreuses ouvertures, appelées lenticelles , qui permettent aux cellules intérieures d'échanger des gaz avec l'atmosphère extérieure (Figure 30.11). Cela fournit de l'oxygène aux cellules vivantes et métaboliquement actives du cortex, du xylème et du phloème.

Anneaux annuels

L'activité du cambium vasculaire donne naissance à des cernes annuels de croissance. Pendant la saison de croissance printanière, les cellules du xylème secondaire ont un grand diamètre interne et leurs parois cellulaires primaires ne sont pas très épaissies. C'est ce qu'on appelle le bois précoce, ou bois de printemps. Pendant la saison d'automne, le xylème secondaire développe des parois cellulaires épaissies, formant du bois tardif, ou bois d'automne, qui est plus dense que le bois précoce. Cette alternance de bois précoce et tardif est due en grande partie à une diminution saisonnière du nombre d'éléments vasculaires et à une augmentation saisonnière du nombre de trachéides. Il en résulte la formation d'un anneau annuel, qui peut être vu comme un anneau circulaire dans la section transversale de la tige (Figure 30.12). Un examen du nombre d'anneaux annuels et de leur nature (telle que leur taille et l'épaisseur de la paroi cellulaire) peut révéler l'âge de l'arbre et les conditions climatiques prédominantes au cours de chaque saison.

Modifications de la tige

Certaines espèces végétales ont des tiges modifiées qui sont particulièrement adaptées à un habitat et un environnement particuliers (figure 30.13). Un rhizome est une tige modifiée qui pousse horizontalement sous terre et a des nœuds et des entre-nœuds. Des pousses verticales peuvent naître des bourgeons sur le rhizome de certaines plantes, comme le gingembre et les fougères. Les cormes sont similaires aux rhizomes, sauf qu'ils sont plus arrondis et charnus (comme dans le glaïeul). Les cormes contiennent de la nourriture stockée qui permet à certaines plantes de survivre à l'hiver. Les stolons sont des tiges qui s'étendent presque parallèlement au sol, ou juste sous la surface, et peuvent donner naissance à de nouvelles plantes aux nœuds. Les coureurs sont un type de stolon qui court au-dessus du sol et produit de nouvelles plantes clones aux nœuds à des intervalles variables : les fraises en sont un exemple. Les tubercules sont des tiges modifiées qui peuvent stocker de l'amidon, comme on le voit dans la pomme de terre (Solanum sp.). Les tubercules se présentent sous la forme d'extrémités renflées des stolons et contiennent de nombreux bourgeons adventifs ou inhabituels (que nous connaissons bien comme les « yeux » sur les pommes de terre). Un bulbe, qui fonctionne comme une unité de stockage souterraine, est une modification d'une tige qui a l'apparence de feuilles charnues agrandies émergeant de la tige ou entourant la base de la tige, comme on le voit dans l'iris.

Lien vers l'apprentissage

Regardez la botaniste Wendy Hodgson, du Desert Botanical Garden de Phoenix, en Arizona, expliquer comment les plantes d'agave étaient cultivées pour l'alimentation il y a des centaines d'années dans le désert de l'Arizona dans cette vidéo : Trouver les racines d'une culture ancienne.

Certaines modifications aériennes des tiges sont des vrilles et des épines (Figure 30.14). Les vrilles sont des brins minces et torsadés qui permettent à une plante (comme une vigne ou une citrouille) de chercher un soutien en grimpant sur d'autres surfaces. Les épines sont des branches modifiées apparaissant comme des excroissances pointues qui protègent la plante. Les exemples courants incluent les roses, l'orange Osage et le bâton de marche du diable.


Voir la vidéo: Nisäkkäät Tieto Kerho Merkurius, 1996 (Décembre 2021).