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Quels gènes sont nécessaires pour rendre E. coli photosynthétique ?


« Tous » les gènes de la photosynthèse bactérienne ont été découverts dans un groupe de gènes il y a près de 40 ans. Marrs, J.Bact. Que faut-il de plus pour rendre E. coli photosynthétique ?


Je pense que le nœud de la réponse n'est évoqué que dans la réponse de WYSIWYG. Le cœur de la photosynthèse est séparation des réactions couplées.

Les cellules végétales photosynthétiques ont des structures sous-cellulaires appelées chloroplastes; leurs membranes sont particulièrement importantes pour la compartimentation des différentes fonctions et processus chimiques pour que l'intégralité de la photosynthèse soit même possible. Le partitionnement est difficile à réaliser dans E. coli, et cela me semble une nécessité pour réaliser une véritable photosynthèse hétérologue, vraiment ectopique… Même les cyanobactéries photosynthétisant thylakoïdes, des compartiments à membrane où la magie opère. Cependant, la photosynthèse peut certainement se dérouler et être rendue plus efficace dans des cellules individuelles (exemple).

Cela nous laisse avec une réponse simple : l'ingénierie E. coli avec des structures de type thylakoïde n'est pas vraiment réalisable. Pourquoi ne pas simplement utiliser des cyanobactéries à la place ?

Lectures complémentaires: revue sur la photosynthèse unicellulaire dans des cellules individuelles.


Un type très basique de photosynthèse peut être réalisé dans E. coli en exprimant une rhodopsine (Kim et al., 2017). Les rhodopsines sont des protéines membranaires qui peuvent pomper des ions (y compris des protons) à travers la membrane et générer un potentiel transmembranaire. Lorsqu'elles sont couplées à l'ATP synthase, les rhodopsines peuvent provoquer la génération d'ATP en présence de lumière. Dans un travail antérieur, Hara et al., (2013) avait exprimé une rhodopsine dans les mitochondries des mammifères pour leur faire synthétiser de l'ATP en réponse à une exposition à la lumière.

Ce n'est pas le genre de photosynthèse économe en énergie que nous voyons chez les cyanobactéries et les plantes. Le groupe de Ron Milo a conçu le cycle de Calvin-Benson (fixation du carbone) en E. coli, et une fixation optimisée du carbone à l'aide de l'évolution adaptative en laboratoire (Antonovsky et al., 2017 ; Gleizer et al., 2019).

Ingénierie de l'ensemble du photosystème dans E. coli serait une tâche difficile car un photosystème fonctionnel n'implique pas seulement l'expression des pigments mais aussi leur assemblage 3D en structures fonctionnelles de type « organite » subcellulaire.


16.2 Régulation des gènes procaryotes

À la fin de cette section, vous serez en mesure d'effectuer les opérations suivantes :

  • Décrire les étapes impliquées dans la régulation des gènes procaryotes
  • Expliquer les rôles des activateurs, des inducteurs et des répresseurs dans la régulation des gènes

L'ADN des procaryotes est organisé en un chromosome circulaire, superenroulé dans la région nucléoïde du cytoplasme cellulaire. Les protéines nécessaires à une fonction spécifique ou impliquées dans la même voie biochimique sont codées ensemble dans des blocs appelés opérons. Par exemple, tous les gènes nécessaires pour utiliser le lactose comme source d'énergie sont codés les uns à côté des autres dans le lactose (ou lac) et transcrit en un seul ARNm.

Dans les cellules procaryotes, il existe trois types de molécules régulatrices qui peuvent affecter l'expression des opérons : les répresseurs, les activateurs et les inducteurs. Les répresseurs et les activateurs sont des protéines produites dans la cellule. Les répresseurs et les activateurs régulent l'expression des gènes en se liant à des sites d'ADN spécifiques adjacent aux gènes qu'ils contrôlent. En général, les activateurs se lient au site promoteur, tandis que les répresseurs se lient aux régions opérateur. Les répresseurs empêchent la transcription d'un gène en réponse à un stimulus externe, tandis que les activateurs augmentent la transcription d'un gène en réponse à un stimulus externe. Les inducteurs sont de petites molécules qui peuvent être produites par la cellule ou qui se trouvent dans l'environnement de la cellule. Les inducteurs activent ou répriment la transcription en fonction des besoins de la cellule et de la disponibilité du substrat.

Les trp Opéron : un opéron répressible

Des bactéries telles que Escherichia coli ont besoin d'acides aminés pour survivre et sont capables d'en synthétiser beaucoup. Le tryptophane est l'un de ces acides aminés qui E. coli peut soit ingérer à partir de l'environnement, soit synthétiser à l'aide d'enzymes codées par cinq gènes. Ces cinq gènes sont côte à côte dans ce qu'on appelle le tryptophane (trp) opéron (Figure 16.3). Les gènes sont transcrits en un seul ARNm, qui est ensuite traduit pour produire les cinq enzymes. Si le tryptophane est présent dans l'environnement, alors E. coli n'a pas besoin de le synthétiser et le trp l'opéron est désactivé. Cependant, lorsque la disponibilité du tryptophane est faible, le commutateur contrôlant l'opéron est activé, l'ARNm est transcrit, les protéines enzymatiques sont traduites et le tryptophane est synthétisé.

Les trp L'opéron comprend trois régions importantes : la région codante, la trp l'opérateur et le trp promoteur. La région codante comprend les gènes des cinq enzymes de biosynthèse du tryptophane. Juste avant la région codante se trouve le site de démarrage de la transcription. La séquence promotrice, à laquelle l'ARN polymérase se lie pour initier la transcription, est avant ou « en amont » du site de démarrage de la transcription. Entre le promoteur et le site d'initiation de la transcription se trouve la région de l'opérateur.

Les trp L'opérateur contient le code ADN auquel le trp la protéine répresseur peut se lier. Cependant, le répresseur seul ne peut pas se lier à l'opérateur. Lorsque le tryptophane est présent dans la cellule, deux molécules de tryptophane se lient au trp répresseur, qui change la forme de la protéine répresseur en une forme qui peut se lier au trp opérateur. La liaison du complexe tryptophane-répresseur au niveau de l'opérateur empêche physiquement l'ARN polymérase de se lier au promoteur et de transcrire les gènes en aval.

Lorsque le tryptophane n'est pas présent dans la cellule, le répresseur par lui-même ne se lie pas à l'opérateur, la polymérase peut transcrire les gènes enzymatiques et le tryptophane est synthétisé. Parce que la protéine répresseur se lie activement à l'opérateur pour maintenir les gènes éteints, le trp on dit que l'opéron est régulé négativement et les protéines qui se lient à l'opérateur pour faire taire trp expression sont des régulateurs négatifs.

Lien vers l'apprentissage

Regardez cette vidéo pour en savoir plus sur les trp opéron.

Catabolite Activator Protein (CAP) : un activateur transcriptionnel

Tout comme le trp L'opéron est régulé négativement par les molécules de tryptophane, il existe des protéines qui se lient aux séquences promotrices qui agissent comme des régulateurs positifs pour activer les gènes et les activer. Par exemple, lorsque le glucose est rare, E. coli les bactéries peuvent se tourner vers d'autres sources de sucre comme combustible. Pour ce faire, de nouveaux gènes pour traiter ces sucres alternatifs doivent être transcrits. Lorsque les niveaux de glucose chutent, l'AMP cyclique (AMPc) commence à s'accumuler dans la cellule. La molécule d'AMPc est une molécule de signalisation qui est impliquée dans le métabolisme du glucose et de l'énergie dans E. coli. L'accumulation d'AMPc se lie à la protéine activatrice du catabolite régulateur positif (CAP), une protéine qui se lie aux promoteurs des opérons qui contrôlent le traitement des sucres alternatifs. Lorsque l'AMPc se lie au CAP, le complexe se lie alors à la région promotrice des gènes qui sont nécessaires pour utiliser les sources de sucre alternatives (Figure 16.4). Dans ces opérons, un site de liaison à la CAP est situé en amont du site de liaison à l'ARN-polymérase dans le promoteur. La liaison au CAP stabilise la liaison de l'ARN polymérase à la région promotrice et augmente la transcription des gènes codant pour les protéines associées.

Les lac Opéron : un opéron inductible

Le troisième type de régulation génique dans les cellules procaryotes se produit par opérons inductibles, qui possèdent des protéines qui se lient pour activer ou réprimer la transcription en fonction de l'environnement local et des besoins de la cellule. Les lac l'opéron est un opéron inductible typique. Comme mentionné précédemment, E. coli est capable d'utiliser d'autres sucres comme sources d'énergie lorsque les concentrations de glucose sont faibles. Une de ces sources de sucre est le lactose. Les lac L'opéron code les gènes nécessaires pour acquérir et traiter le lactose de l'environnement local. Le gène Z du lac L'opéron code pour la bêta-galactosidase, qui décompose le lactose en glucose et galactose.

Cependant, pour le lac pour activer l'opéron, deux conditions doivent être remplies. Premièrement, le niveau de glucose doit être très bas ou inexistant. Deuxièmement, le lactose doit être présent. Ce n'est que lorsque le glucose est absent et que le lactose est présent que le lac l'opéron soit transcrit (Figure 16.5). En l'absence de glucose, la liaison de la protéine CAP rend la transcription de la lac opéron plus efficace. Lorsque le lactose est présent, son métabolite, l'allolactose, se lie au lac répresseur et change de forme afin qu'il ne puisse pas se lier au lac opérateur pour empêcher la transcription. Cette combinaison de conditions est logique pour la cellule, car ce serait un gaspillage énergétique de synthétiser les enzymes pour traiter le lactose si le glucose était abondant ou si le lactose n'était pas disponible. Il convient de mentionner que l'opéron lac est transcrit à un taux très faible même lorsque le glucose est présent et le lactose absent.

Connexion visuelle

Dans E. coli, les trp l'opéron est activé par défaut, tandis que le lac l'opéron est désactivé. Pourquoi pensez-vous que ce soit le cas?

Le récepteur trp est réprimé. Le lactose, un sucre présent dans le lait, n'est pas toujours disponible. Cela n'a aucun sens de fabriquer les enzymes nécessaires pour digérer une source d'énergie qui n'est pas disponible, de sorte que l'opéron lac n'est activé que lorsque du lactose est présent.

Si du glucose est présent, alors CAP ne parvient pas à se lier à la séquence promotrice pour activer la transcription. Si le lactose est absent, le répresseur se lie à l'opérateur pour empêcher la transcription. Si l'une de ces conditions est remplie, la transcription reste désactivée. Ce n'est que lorsque le glucose est absent et que le lactose est présent que le lac opéron transcrit (tableau 16.2).

Lien vers l'apprentissage

Regardez un didacticiel animé sur le fonctionnement de lac opéron ici.


Booster de lien

Les scientifiques de l'Union soviétique ont été les premiers à découvrir l'ADN-Z, à la fin des années 1970, dans un phage appelé S-2L, qui infecte les bactéries photosynthétiques 4 . Ils ont découvert que l'ADN du phage se comportait étrangement lorsque ses deux brins hélicoïdaux étaient séparés. La liaison qui se forme entre les bases G et C se brise à une température plus élevée, par rapport à celle qui relie A et T, et l'ADN du phage se comportait comme s'il était principalement composé de G et C. Mais une analyse plus approfondie par l'équipe soviétique a montré que le phage avait remplacé A par Z, qui formait un lien plus fort avec T.

« Cela ressemblait à quelque chose de transgressif », explique Philippe Marlière, inventeur et généticien à l'Université d'Evry, en France, qui a dirigé l'un des Science études. « Pourquoi ce phage avait-il une base spéciale comme celle-ci ? »

Les scientifiques entrevoient un microbe étrange qui pourrait aider à expliquer la montée de la vie complexe

Des études de suivi ont montré que le génome le plus copieux de S-2L était résistant aux enzymes qui rongent l'ADN et à d'autres défenses anti-phages que les bactéries utilisent. Mais les chercheurs ne savaient pas comment fonctionnait le système Z-DNA ou s'il était courant. L'ADN-Z n'est qu'une des nombreuses modifications connues pour exister dans l'ADN phagique.

Pour répondre à ces questions, une équipe dirigée par Marlière et Pierre-Alexandre Kaminski, biochimiste à l'Institut Pasteur de Paris, a séquencé le génome du phage au début des années 2000. Ils ont découvert un gène potentiellement impliqué dans une étape de la fabrication de l'ADN-Z, mais pas dans d'autres. Mais la séquence n'avait aucune correspondance dans les bases de données génomiques à l'époque, et la quête de l'équipe pour comprendre la base de l'ADN-Z s'est retrouvée dans une impasse.

Marlière et ses collègues ont breveté le génome S-2L, mais l'ont également rendu public, et il a continué à fouiller les bases de données génomiques. Enfin, en 2015, l'équipe a fait mouche : un phage qui infecte les bactéries aquatiques du genre Vibrio hébergeait un gène qui correspondait à une partie du génome de S-2L. Le gène codait pour une enzyme qui ressemblait à celle que les bactéries utilisent pour fabriquer l'adénine. « C'était un moment exaltant, raconte Marlière.

En 2019, l'équipe de Zhao a trouvé des correspondances de bases de données similaires. Les deux équipes ont montré que les phages avaient tous un gène nommé PurZ. Cela code pour une enzyme qui joue un rôle précoce mais crucial dans la fabrication du nucléotide Z à partir d'une molécule précurseur présente dans les cellules bactériennes. Ils ont ensuite identifié des enzymes supplémentaires - codées dans les génomes des bactéries que les phages infectent - qui complètent la voie.

L'arme secrète de l'ADN contre les nœuds et les enchevêtrements

Mais une question clé restait en suspens. Les enzymes identifiées par les équipes ont produit l'ingrédient brut de l'ADN-Z – une molécule appelée dZTP – mais cela n'expliquait pas comment les phages insèrent la molécule dans les brins d'ADN, tout en excluant les bases A (sous la forme d'un produit chimique appelé dATP).

Ici, les conclusions des équipes différaient légèrement. Aux côtés de PurZ dans le Vibrio Le génome du phage contient un gène qui produit une enzyme appelée polymérase, qui copie les brins d'ADN. Marlière et Kaminski ont découvert que la polymérase du phage incorpore le dZTP dans l'ADN, tout en coupant toutes les bases A qui ont été introduites. «Cela nous a expliqué pourquoi A était exclu», explique Kaminski. "C'était vraiment spectaculaire."

Zhao pense que ce n'est pas toute l'histoire. Son travail suggère qu'une autre enzyme phagique est nécessaire, une qui décompose le dATP mais préserve le dZTP à l'intérieur des cellules. Son équipe a découvert que l'augmentation des niveaux de dZTP par rapport à ceux de dATP était suffisante pour amener la propre polymérase d'une cellule à fabriquer de l'ADN-Z.


Résumé

La bioremédiation a le potentiel de restaurer les environnements contaminés à moindre coût mais efficacement, mais un manque d'informations sur les facteurs contrôlant la croissance et le métabolisme des micro-organismes dans les environnements pollués limite souvent sa mise en œuvre. Cependant, des progrès rapides dans la compréhension de la bioremédiation se profilent à l'horizon. Les chercheurs ont désormais la capacité de cultiver des micro-organismes importants dans la biorestauration et peuvent évaluer leur physiologie en utilisant une combinaison de techniques expérimentales et de modélisation basées sur le génome. De plus, de nouvelles techniques de génomique environnementale offrent la possibilité d'études similaires sur des organismes encore non cultivés. La combinaison de modèles capables de prédire l'activité des micro-organismes impliqués dans la bioremédiation avec les modèles géochimiques et hydrologiques existants devrait transformer la bioremédiation d'une pratique largement empirique en une science.


Gènes marqueurs sélectionnables et gènes rapporteurs

Les gènes marqueurs sélectionnables font généralement partie intégrante du système de transformation des plantes. Ils sont présents dans le vecteur avec le gène cible. Dans la majorité des cas, la sélection est basée sur la survie des cellules transformées lorsqu'elles sont cultivées sur un milieu contenant une substance toxique (antibiotique, herbicide, antimétabolite). Ceci est dû au fait que le gène marqueur sélectionnable confère une résistance à la toxicité dans les cellules transformées, tandis que les cellules non transformées sont tuées.

Un grand nombre de gènes marqueurs sélectionnables sont disponibles et ils sont regroupés en trois catégories : les gènes de résistance aux antibiotiques, les gènes marqueurs des antimétabolites et les gènes de résistance aux herbicides (tableau 49.3).

(a) Gènes de résistance aux antibiotiques:

Dans de nombreux systèmes de transformation des plantes, des gènes de résistance aux antibiotiques (en particulier d'E. coli) sont utilisés comme marqueurs sélectionnables. Bien que les plantes soient de nature eucaryote, les antibiotiques peuvent inhiber efficacement la biosynthèse des protéines dans les organites cellulaires, en particulier dans les chloroplastes. Certains des gènes marqueurs sélectionnables de résistance aux antibiotiques sont brièvement décrits.

Néomycine phosphotransférase II (gène npt II):

Le marqueur sélectionnable le plus largement utilisé est le gène npt II codant pour l'enzyme néomycine phosphotransférase II (NPT II). Ce gène marqueur confère une résistance à l'antibiotique kanamycine. Les transformants et les plantes qui en dérivent peuvent être contrôlés en appliquant une solution de kanamycine et la descendance résistante peut être sélectionnée.

Hygromycine phosphotransférase (gène hpt):

L'hygromycine antibiotique est plus toxique que la néomycine et peut donc tuer les cellules végétales non transformées beaucoup plus rapidement. Le gène de l'hygromycine phosphotransférase (hpt) confère ainsi une résistance aux cellules transformées.

Aminoglycoside adényltransférase (gène aadA) :

Le gène de l'aminoglycoside 3-adényltransférase (aadA) confère une résistance aux cellules végétales transformées contre les antibiotiques streptomycine et spectionomycine.

(b) Gènes marqueurs antimétabolites :

Dihydrofolate réductase (gène dhfr) :

L'enzyme dihydrofolate réductase, produite par le gène dhfr est inhibée par l'antimétabolite méthotrexate. Un gène dhfr mutant chez la souris qui code pour cette enzyme ayant une faible affinité pour le méthotrexate a été identifié. Ce gène dhfr fusionné avec le promoteur CaMV donne un marqueur résistant au méthotrexate qui peut être utilisé pour la sélection de plantes transformées.

(c) Marqueurs de résistance aux herbicides:

Les gènes qui confèrent une résistance aux herbicides sont utilisés comme marqueurs pour la sélection de plantes transgéniques.

Phosphinothricine acétytransférase (gène pat/bar):

Le bialophos, la phosphinothricine et le glufosinate sont des herbicides couramment utilisés. Les gènes pat/bar codent pour la phosphinothricine acétyltransférase qui convertit ces herbicides en formes acétylées non herbicides. Ainsi, les gènes pat/bar confèrent une résistance aux plantes transformées.

Enolpyruvylshikimate phosphate synthase (gènes epsps/aroA) :

L'herbicide glyphosate inhibe la photosynthèse. Il bloque l'activité de l'énolpyruvylshikimate phosphate (EPSP) synthase, une enzyme clé impliquée dans la biosynthèse de la phénylalanine, de la tyrosine et du tryptophane. Des souches mutantes d'Agrobacterium et de Petunia hybrida résistantes au glyphosate ont été identifiées. Les gènes epsps/aroA confèrent une résistance aux plantes transgéniques qui peuvent être sélectionnées.

Bromoxynil nitrilase (gène bxn):

L'herbicide bromoxynil inhibe la photosynthèse (photosystème II). L'enzyme bromoxynil nitrilase codée par le gène bxn inactive cet herbicide. Le gène bxn peut être utilisé avec succès comme marqueur sélectionnable pour la sélection de plantes transformées.

Production de plantes transgéniques sans marqueur:

Le public s'inquiète de plus en plus de l'utilisation de gènes de résistance aux antibiotiques ou aux herbicides comme marqueurs sélectionnables de la transformation des plantes :

je. Les produits de certains gènes marqueurs peuvent être toxiques ou allergiques.

ii. La résistance aux antibiotiques pourrait être transférée à des micro-organismes pathogènes dans le sol.

iii. Il existe une possibilité de création de super mauvaises herbes résistantes aux herbicides normalement utilisés.

iv. Une plante transgénique avec des gènes marqueurs sélectionnables ne peut pas être transformée à nouveau en utilisant les mêmes marqueurs sélectionnables.

À la lumière des appréhensions énumérées ci-dessus, le public s'inquiète de la sécurité de la technologie transgénique, notamment en ce qui concerne les gènes marqueurs sélectionnables (gènes de résistance aux antibiotiques/herbicides). Il existe des craintes quant à la sécurité de la consommation de denrées alimentaires dérivées de plantes génétiquement modifiées. Ceci malgré le fait que jusqu'à présent, aucun des gènes marqueurs n'a eu d'effet néfaste sur la sécurité humaine, animale ou environnementale.

Technologie des gènes propres:

Le processus de développement de plantes transgéniques sans la présence de gènes marqueurs sélectionnables ou en utilisant des gènes marqueurs plus acceptables est considéré comme une technologie génétique propre. Et cela se traduira par la production de nombreuses plantes transgéniques sans marqueur qui seront facilement acceptables par le public. Certaines des approches de la technologie génétique propre sont présentées.

Éviter les gènes marqueurs sélectionnables:

Théoriquement, il est possible d'éviter totalement les gènes marqueurs et d'introduire uniquement le transgène d'intérêt. Les peintures transformées peuvent ensuite être criblées par une technique avancée telle que la réaction en chaîne par polymérase et les plantes souhaitables sélectionnées. Cette approche n'est pas praticable en raison du facteur de coût.

Co-transformation avec deux ADN:

Les plantes transgéniques peuvent être produites en utilisant deux ADN distincts, l'un portant le gène cible souhaité et l'autre le gène marqueur. Les plantes transformées contiennent les deux gènes, mais à des sites différents sur l'ADN chromosomique. Des techniques de sélection traditionnelles (quelques tours) peuvent être utilisées pour se débarrasser des plantes transgéniques avec des marqueurs sélectionnables.

Suppression des marqueurs sélectionnables:

Il est possible de retirer sélectivement les gènes marqueurs sélectionnables du génome de la plante. A cette fin, des systèmes de recombinase spécifiques à un site sont utilisés. Plusieurs systèmes de recombinase sont en effet disponibles qui peuvent être utilisés pour exciser sélectivement les gènes marqueurs du génome végétal.

Clonage de marqueurs sélectionnables entre éléments transposables:

Un gène marqueur sélectionnable peut être cloné entre des éléments transposables de plantes (éléments Ds) puis inséré. Le marqueur sélectionnable est bordé par les séquences qui augmentent la recombinaison intra-chromosomique. Cela entraîne l'excision du gène marqueur.

Tapez # II. Gènes du rapporteur:

Un gène rapporteur peut être considéré comme le gène test dont l'expression peut être quantifiée. La transformation de la plante peut être évaluée par l'expression de gènes rapporteurs (également appelés gènes pouvant être criblés ou pouvant être évalués). En général, un dosage du gène rapporteur est réalisé en estimant la quantité de protéine qu'il produit ou les produits finaux formés. Une liste sélectionnée des gènes rapporteurs ainsi que les tests de détection est donnée dans le tableau 49.4, certains des plus importants sont discutés ci-dessous.

Opine synthase (ocs, nos gènes):

Les opines courantes présentes dans l'ADN-T des plasmides Ti ou Ri d'Agrobacterium sont l'octopine et la nopaline, respectivement produites par les gènes de synthase ocs et nos. Le statut transformé des cellules végétales peut être facilement détecté par la présence de ces opines. Les opines peuvent être séparées par électrophorèse et identifiées. Alternativement, les activités enzymatiques responsables de la production d'opines peuvent également être dosées.

-glucuronidase (gène gusluidA):

Le gène producteur de -glucuronidase (gusluidA) est le gène rapporteur le plus couramment utilisé pour évaluer la transformation des plantes pour les raisons suivantes :

je. Les dosages de la -glucuronidase sont très sensibles.

ii. L'estimation quantitative de l'enzyme peut être effectuée par une méthode fluorométrique (en utilisant le substrat 4-méthylumbelliferryl P-D-glucuronide qui est hydrolysé en 4-méthylumbelliférone).

iii. Des données qualitatives sur l'enzyme peuvent être obtenues par des moyens histochimiques (la localisation de l'enzyme peut être détectée par une substance chromogène telle que le substrat X-gluc).

iv. Pas besoin d'extraire et d'identifier l'ADN.

Protéine fluorescente verte (gène gfp):

La protéine fluorescente verte (GFP), codée par le gène gfp, est largement utilisée ces dernières années. En fait, dans de nombreux cas, la GFP a remplacé la GUS car les dosages de la GFP sont plus faciles et non destructifs. Ainsi, le criblage même des greffes primaires peut être effectué par GFP, ce qui n'est pas possible avec d'autres gènes rapporteurs.

Le gène de la GFP a été isolé de la méduse Aequorea victoria qui est un organisme luminescent. Le gène gfp original a été considérablement modifié pour le rendre plus utile en tant que gène rapporteur. La GFP émet une fluorescence qui peut être détectée au microscope à fluorescence.

Luciférase bactérienne (gènes luxA/luxB) :

Les gènes de la luciférase bactérienne (luxA et luxB) proviennent de Vibrio harveyi. Ils peuvent être détectés dans certains vecteurs de transformation des plantes. Le dosage de détection de l'enzyme est basé sur le principe de la bioluminescence. La luciférase bactérienne catalyse l'oxydation des aldéhydes gras à longue chaîne qui se traduit par une émission de lumière mesurable.

Luciférase de luciole (luc gène):

L'enzyme luciférase de la luciole, codée par le gène luc, catalyse l'oxydation de la D-luciférine (ATP dépendante) qui se traduit par l'émission de lumière détectable par des luminomètres sensibles. Le gène de la luciférase de la luciole, cependant, n'est pas largement utilisé comme gène marqueur car le dosage de l'enzyme est plutôt lourd.

Chloramphénicol acétyl transférase (gène cat):

Le gène cat produisant la chloramphénicol acétyl transférase (CAT) est un gène rapporteur largement utilisé dans les cellules de mammifères. En raison de la disponibilité des systèmes rapporteurs GUS et GFP pour les transformants végétaux, la CAT n'est pas couramment utilisée. Cependant, certains chercheurs continuent d'utiliser la CAT par un dosage radioactif sensible, pour la détection du gène rapporteur cat.


Réplication de l'ADN chez les procaryotes

Le chromosome procaryote est une molécule circulaire avec une structure enroulée moins étendue que les chromosomes eucaryotes. Le chromosome eucaryote est linéaire et fortement enroulé autour des protéines. Bien qu'il existe de nombreuses similitudes dans le processus de réplication de l'ADN, ces différences structurelles nécessitent certaines différences dans le processus de réplication de l'ADN dans ces deux formes de vie. La réplication de l'ADN chez les procaryotes a été largement étudiée, nous apprendrons donc le processus de base de la réplication de l'ADN procaryote, puis nous nous concentrerons sur les différences entre les procaryotes et les eucaryotes.

Comment la machine de réplication sait-elle par où commencer ? Il s'avère qu'il existe des séquences nucléotidiques spécifiques appelées origines de la réplication où la réplication commence. E. coli a une seule origine de réplication sur son seul chromosome, comme la plupart des procaryotes (Figure 1). L'origine de réplication est longue d'environ 245 paires de bases et est riche en séquences AT. Cette séquence de paires de bases est reconnue par certaines protéines qui se lient à ce site. Une enzyme appelée hélicase déroule l'ADN en brisant les liaisons hydrogène entre les paires de bases azotées. L'hydrolyse de l'ATP est nécessaire pour ce processus car il nécessite de l'énergie. Au fur et à mesure que l'ADN s'ouvre, des structures en forme de Y appelées fourches de réplication sont formés (Figure 1). Deux fourches de réplication sont formées à l'origine de la réplication et celles-ci s'étendent de manière bidirectionnelle au fur et à mesure de la réplication. Protéines de liaison simple brin (Figure 2) recouvrir les brins simples d'ADN près de la fourche de réplication pour empêcher l'ADN simple brin de se retourner en une double hélice.

Figure 1: Réplication de l'ADN chez les procaryotes, qui ont un chromosome circulaire.

La prochaine enzyme importante est ADN polymérase III, également connu sous le nom d'ADN pol III, qui ajoute des nucléotides un par un à la chaîne d'ADN en croissance (Figure 2). L'ajout de nucléotides nécessite de l'énergie. Cette énergie est obtenue à partir des nucléotides auxquels sont attachés trois phosphates. L'ATP est structurellement un nucléotide adénine qui a trois groupes phosphate attachés, la rupture du troisième phosphate libère de l'énergie. En plus de l'ATP, il existe également le TTP, le CTP et le GTP. Chacun d'eux est composé du nucléotide correspondant auquel sont attachés trois phosphates. Lorsque la liaison entre les phosphates est rompue, l'énergie libérée est utilisée pour former la liaison phosphodiester entre le nucléotide entrant et la chaîne existante.

Chez les procaryotes, trois principaux types de polymérases sont connus : l'ADN pol I, l'ADN pol II et l'ADN pol III. L'ADN pol III est l'enzyme requise pour la synthèse de l'ADN L'ADN pol I est utilisé plus tard dans le processus et l'ADN pol II est principalement utilisé pour la réparation (c'est un autre exemple irritant de dénomination qui a été fait sur la base de l'ordre de découverte plutôt que d'un ordre ça a du sens).

L'ADN polymérase est capable d'ajouter des nucléotides uniquement dans le sens 5′ à 3′ (un nouveau brin d'ADN ne peut être étendu que dans ce sens). Il nécessite un groupe 3′-OH libre (situé sur le sucre) auquel il peut ajouter le nucléotide suivant en formant une liaison phosphodiester entre l'extrémité 3′-OH et le phosphate 5′ du nucléotide suivant. Cela signifie essentiellement qu'il ne peut pas ajouter de nucléotides si un groupe 3′-OH libre n'est pas disponible. Alors comment ajoute-t-il le premier nucléotide ? Le problème est résolu à l'aide d'un apprêt qui fournit l'extrémité 3′-OH gratuite. Une autre enzyme, ARN primase, synthétise une amorce d'ARN longue d'environ cinq à dix nucléotides et complémentaire de l'ADN. L'ARN primase ne nécessite pas de groupe 3′-OH libre. Parce que cette séquence amorce la synthèse d'ADN, elle est appelée à juste titre l'amorce. L'ADN polymérase peut maintenant étendre cette amorce d'ARN, en ajoutant un par un des nucléotides complémentaires au brin matrice (Figure 2).

Figure 2 Une fourche de réplication se forme lorsque l'hélicase sépare les brins d'ADN à l'origine de la réplication. L'ADN a tendance à devenir plus fortement enroulé devant la fourche de réplication. La topoisomérase brise et reforme le squelette phosphate de l'ADN avant la fourche de réplication, soulageant ainsi la pression résultant de ce superenroulement. Les protéines de liaison simple brin se lient à l'ADN simple brin pour empêcher la reformation de l'hélice. Primase synthétise une amorce d'ARN. L'ADN polymérase III utilise cette amorce pour synthétiser le brin d'ADN fille. Sur le brin principal, l'ADN est synthétisé en continu, tandis que sur le brin retardé, l'ADN est synthétisé en courtes séquences appelées fragments d'Okazaki. L'ADN polymérase I remplace l'amorce d'ARN par de l'ADN. L'ADN ligase scelle les espaces entre les fragments d'Okazaki, joignant les fragments en une seule molécule d'ADN. (crédit : modification d'œuvre par Mariana Ruiz Villareal)

La fourche de réplication se déplace à une vitesse de 1000 nucléotides par seconde. L'ADN polymérase ne peut s'étendre que dans le sens 5'8242 à 3'8242, ce qui pose un léger problème au niveau de la fourche de réplication. Comme nous le savons, la double hélice d'ADN est anti-parallèle, c'est-à-dire qu'un brin est dans le sens 5′ à 3′ et l'autre est orienté dans le sens 3′ à 5′. Un brin, qui est complémentaire du brin d'ADN parental 3′ à 5′, est synthétisé en continu vers la fourche de réplication car la polymérase peut ajouter des nucléotides dans cette direction. Ce brin synthétisé en continu est connu sous le nom de brin principal. L'autre brin, complémentaire de l'ADN parental 5′ à 3′, s'étend loin de la fourche de réplication, en petits fragments appelés Fragments d'Okazaki, chacun nécessitant une amorce pour démarrer la synthèse. Les fragments d'Okazaki portent le nom du scientifique japonais qui les a découverts pour la première fois. Le brin avec les fragments d'Okazaki est connu sous le nom de brin en retard.

Le brin principal peut être prolongé par une seule amorce, tandis que le brin retardé a besoin d'une nouvelle amorce pour chacun des courts fragments d'Okazaki. La direction globale du brin en retard sera de 3 à 5 8242, et celle du brin d'avance de 5 à 8 4 à 3 8242. Une protéine appelée pince coulissante maintient l'ADN polymérase en place tout en continuant à ajouter des nucléotides. La pince coulissante est une protéine en forme d'anneau qui se lie à l'ADN et maintient la polymérase en place. Topoisomérase empêche le sur-enroulement de la double hélice d'ADN avant la fourche de réplication lorsque l'ADN s'ouvre, il le fait en provoquant des entailles temporaires dans l'hélice d'ADN, puis en la refermant. Au fur et à mesure que la synthèse progresse, les amorces d'ARN sont remplacées par l'ADN pol I, qui décompose l'ARN et comble les lacunes avec des nucléotides d'ADN. Les entailles qui restent entre l'ADN nouvellement synthétisé (qui a remplacé l'amorce d'ARN) et l'ADN précédemment synthétisé sont scellées par l'enzyme ADN ligase qui catalyse la formation d'une liaison phosphodiester entre l'extrémité 3′-OH d'un nucléotide et l'extrémité 5′ phosphate de l'autre fragment.

(Remarque de Lisa : je pense que ce processus est presque impossible à visualiser à partir de la lecture de texte. Je vous recommande fortement de regarder quelques animations / vidéos comme celle disponible ici. Il y a des liens supplémentaires dans Blackboard)

Une fois que le chromosome a été complètement répliqué, les deux copies d'ADN se déplacent dans deux cellules différentes au cours de la division cellulaire. Le processus de réplication de l'ADN peut être résumé comme suit :

  1. L'ADN se déroule à l'origine de la réplication.
  2. L'hélicase ouvre les fourches de réplication formant l'ADN, celles-ci sont étendues dans les deux sens.
  3. Les protéines de liaison simple brin recouvrent l'ADN autour de la fourche de réplication pour empêcher le rembobinage de l'ADN.
  4. La topoisomérase se lie à la région en amont de la fourche de réplication pour empêcher le super-enroulement (sur-enroulement).
  5. La primase synthétise des amorces d'ARN complémentaires du brin d'ADN.
  6. L'ADN polymérase III commence à ajouter des nucléotides à l'extrémité 3′-OH (sucre) de l'amorce.
  7. L'allongement à la fois du brin retardé et du brin avant continue.
  8. Les amorces d'ARN sont éliminées et les lacunes sont remplies d'ADN par l'ADN pol I.
  9. Les espaces entre les fragments d'ADN sont scellés par l'ADN ligase.

Tableau 1 : Les enzymes impliquées dans la réplication de l'ADN procaryote et les fonctions de chacune.

Réplication de l'ADN procaryote : les enzymes et leur fonction
Enzyme/protéine Fonction spécifique
ADN pol I L'activité exonucléase élimine l'amorce d'ARN et la remplace par de l'ADN nouvellement synthétisé
ADN pol II Fonction de réparation
ADN pol III Enzyme principale qui ajoute des nucléotides dans le sens 5′-3′
Hélicase Ouvre l'hélice d'ADN en brisant les liaisons hydrogène entre les bases azotées
ligase Scelle les espaces entre les fragments d'Okazaki pour créer un brin d'ADN continu
Primase Synthétise les amorces d'ARN nécessaires pour démarrer la réplication
Pince coulissante Aide à maintenir l'ADN polymérase en place lors de l'ajout de nucléotides
Topoisomérase Aide à soulager le stress sur l'ADN lors du déroulement en provoquant des ruptures puis en refermant l'ADN
Protéines de liaison simple brin (SSB) Se lie à l'ADN simple brin pour éviter le rembobinage de l'ADN.

La réplication de l'ADN a été extrêmement bien étudiée chez les procaryotes, principalement en raison de la petite taille du génome et du grand nombre de variantes disponibles. Escherichia coli a 4,6 millions de paires de bases dans un seul chromosome circulaire, et tout est répliqué en environ 42 minutes, en partant d'une seule origine de réplication et en circulant autour du chromosome dans les deux sens. Cela signifie qu'environ 1000 nucléotides sont ajoutés par seconde. Le processus est beaucoup plus rapide que chez les eucaryotes.


La plupart des humains ont presque le même complément de gènes, qui proviennent tous de nos ancêtres primates (Salzberg, 2017). D'autre part, même des souches étroitement apparentées de la bactérie Escherichia coli peuvent différer de centaines de gènes (Touchon et al., 2009) malgré un génome beaucoup plus petit. These genes have been acquired via a process called horizontal gene transfer (HGT), which is an important driver of adaptation, as it allows bacteria and other prokaryotes to gain the genes they need in order to thrive in certain environments (Koonin et al., 2001). Moreover, this exchanging of genes has resulted in many genetic elements in prokaryotes becoming highly mobile, making it easier for DNA to be transferred to a diverse range of hosts.

HGT has also been observed in animals, plants and other eukaryotes (Husnik and McCutcheon, 2018), but its role in determining genome composition and facilitating adaptation in these species remains unclear (Ku and Martin, 2016). Now, in eLife, Andreas Weber and co-workers at Heinrich Heine University, Arizona State University and Rutgers University – including Alessandro Rossoni as first author – report evidence for HGT between prokaryotes and the red alga Cyanidiales (Rossoni et al., 2019). These are remarkable single-cell organisms that can perform photosynthesis at temperatures up to 56°C, and can live in extreme environments such as hot springs and acid rivers (Schönknecht et al., 2013). Cyanidiales can also be used to investigate HGT over geological timescales because they share a common ancestor that dates back 800 million years to a time before animals had even evolved.

Based on an analysis of ten new and three previously reported Cyanidiales genomes, Rossoni et al. found that 1% of genes had been obtained via HGT. Moreover, many of these genes coded for proteins that were needed to survive in extreme environments (such as proteins involved in detoxifying heavy metals like arsenic or mercury, or removing free radicals Figure 1). Additionally, prokaryotes adapted to the same extreme environment as Cyanidiales were commonly identified as the source of these genes. It seems likely, therefore, that HGT influenced the evolution of Cyanidiales, especially because the criterion used to detect HGT was conservative and the study did not attempt to detect gene transfer from other eukaryotes.

Horizontal gene transfer in the evolution of red algae.

The evolutionary trajectory of the red algae Cyanidiales is shown from top to bottom. Rossini et al. investigated genetic changes that took place before and after the Cambrian explosion 541 million years ago, and found that Cyanidiales obtained 1% of their genes during this time by horizontal transfer. Many of these genes allowed Cyanidiales to adapt to extreme environments, such as genes related to the detoxification of heavy metals including mercury and arsenic (represented by green arrows). Some of the lineages of Cyanidiales that were sequenced by Rossoni et al. are shown in the bottom panels: two of these have the same taxonomic name despite having diverged from one another millions of years ago. Image credit: Andreas Weber (left panel), Debashish Bhattacharya (two middle panels), and Shin-ya Miyagishima (right panel).

Comparing the new Cyanidiales genes to genes found in present-day bacteria and archaea databases did not yield any recent examples of HGT. This absence of recent events is unsurprising, as Rossoni et al. estimated that Cyanidiales acquire just one gene via HGT every 14.6 million years – the same amount of time it took for humans to diverge from the orangutan. Such a low rate makes finding a fresh transfer in a small number of genomes unlikely. Instead, the majority of HGT candidate genes found by Rossoni et al. have acquired introns (non-protein coding segments of DNA), and then persisted over hundreds of millions of years.

Despite there being evidence to show HGT occurred, it still remains unclear how these transfers took place. The best-studied mechanisms by which eukaryotes acquire DNA from other organisms are sexual reproduction and by transferring DNA from symbionts (biological organisms that live cooperatively with other organisms). However, meiotic sex only occurs between closely related species, and therefore cannot explain how Cyanidiales appear to have gained DNA from such a diverse range of prokaryotes: moreover, the evolution of symbiotic transfer is uncommon in most taxonomic groups. Instead DNA was more likely obtained via viral infection or plasmids (circular molecules of double stranded DNA) being transferred between prokaryotes and eukaryotes (Heinemann and Sprague, 1989). Indeed, a recent study has shown that many eukaryotes, including red algae, can acquire plasmids carrying genes derived from plants, viruses and bacteria (Lee et al., 2016).

The work of Rossoni et al. suggests that, in terms of gene content evolution, Cyanidiales are more similar to humans than to E. coli, which is consistent with previous qualitive comparisons of HGT patterns in eukaryotes and prokaryotes (Ku and Martin, 2016). However, a number of mysteries still remain. For example, what are the most common modes of plasmid transmission in Cyanidiales? How do plasmids maintain themselves in populations? How often do they jump between species, and how far do they jump? To answer these questions we should first observe what is happening all around us today (Popa et al., 2017) and, if possible, study events that occur more frequently than once every 14.6 million years.


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Introduction

Bacteria and simple eukaryotic organisms that have adapted to anoxic or hypoxic conditions for all or part of their life-cycle employ a variety of metabolic strategies to cope with such environments [1,2]. One such strategy relies upon fumarate (E°′ = +30 mV) as an electron acceptor in a reversal of the succinate dehydrogenase (SDH) reaction of the citric acid cycle that comprises a fundamental component of aerobic metabolism. While ubiquinone (Coenzyme Q or Q, Fig 1, compound 1) is the electron acceptor in the SDH reaction, a quinone with a lower standard reduction potential is required to make fumarate reduction more favorable. Rhodoquinone (RQ) (Fig 1, compound 2) or menaquinone (MK) (Fig 1, compound 3) are naturally occurring compounds that meet this requirement [3].

The number of isoprene units (n) in the tail varies by species from 6–10. The reduction potentials of the quinones are as follows: Q, E°′ = +100 mV RQ, E°′ = −63 mV MK, E°′ = −80 mV.

The SDH reaction is catalyzed by the Complex II family of integral membrane, multisubunit enzymes. Two homologous forms of Complex II are recognized and characterized: succinate:ubiquinone reductase (SQR) and quinol:fumarate reductase (QFR), that are optimized to function in aerobic and anaerobic metabolism, respectively. Dans E. coli, the expression of these two Complex II homologs is adjusted in response to oxygen levels, with hypoxic and anoxic conditions promoting QFR predominance, along with a shift in composition of the quinone pool toward MK with which QFR functions most efficiently [4]. The change in Complex II homolog expression and the adjustment to a lower potential quinone is crucial to the thermodynamic and kinetic favorability of fumarate reduction. A similar scenario is played out in the parasitic nematode, Ascaris suum, when migration into a host confronts the organism with lowered oxygen levels. In response, the subunit composition of Complex II is altered in favor of fumarate reduction in this case, RQ is employed as the low potential electron carrier, and it becomes the predominant mitochondrial quinone component [5].

Since the discovery of RQ in the alphaproteobacterium Rhodospirillum rubrum [6], RQ has only been found in a limited number of bacterial and eukaryotic species. Although it fulfills an analogous role, RQ stands in marked contrast to MK in structure, biosynthesis, phylogenetic distribution and evolutionary origins [3]. The occurrence of MK, a naphthoquinone, among prokaryotic organisms is extremely broad, more so than Q (confined to alpha-, beta-, and gamma-proteobacteria), reflecting its earlier evolutionary origins in an anoxic environment. The much more restricted phylogenetic distribution of RQ, which like Q is a benzoquinone, points to a relatively recent origin of RQ from an augmentation of Q biosynthesis, possibly even later than the divergence of the eukaryotic lineage [7].

The study of RQ in R. rubrum has revealed further details about its biosynthetic origins and relationship to Q. As a photosynthetic facultative anaerobe, R. rubrum grows aerobically, utilizing Q in the dark, but also photoheterotrophically with light under anaerobic conditions. While in the latter case, R. rubrum would be expected to utilize RQ and QFR (as is the case in parasitic helminths and a few other eukaryotic species that have adapted to anoxic environments) [2,8], a recent study by Ghosh, et al. supports the conclusion that R. rubrum lacks an orthologous QFR, implying that SQR is capable of functioning in reverse with RQ as an electron donor [9]. A similar phenomenon has been reported in E. coli, where SQR can replace QFR to support anaerobic growth when fumarate is utilized as the terminal electron acceptor using the low potential carrier, MK [10]. We previously reported that Q is a required precursor for RQ biosynthesis in R. rubrum [11]. Investigation of a mutant strain incapable of anaerobic growth and devoid of RQ led to the identification of the rquA gene as the locus of this loss of function. Complementation of the mutant with an intact rquA gene restored both anaerobic growth and RQ production [12].

The phylogenetic distribution of rquA was analyzed in a recent report [13]. In addition to its sparse distribution across eukaryotes and bacteria adapted to hypoxia, this analysis supports the hypothesis that this pattern resulted from multiple lateral gene transfer events. Interestingly, this work highlights the fact that a subset of eukaryotic organisms (such as UNE. suum et Caenorhabditis elegans) known to produce RQ lack an rquA ortholog, suggesting that there are alternative biosynthetic routes to RQ. Nonetheless, it is clear that rquA performs a necessary role in R. rubrum (and presumably in all other organisms possessing rquA orthologs), a role we seek to further clarify in the present study. We report here the first transcriptome data obtained by RNA sequencing (RNAseq) of R. rubrum under aerobic and anaerobic conditions. This data, in conjunction with comparative genomic analysis, was used to evaluate putative gene candidates involved in RQ biosynthesis or its regulation. We then characterized several such candidates by generating knockouts in R. rubrum and assessing the effect on RQ levels and rquA expression.


It's not easy being green: Scientists grow understanding of how photosynthesis is regulated

Once the energy resources in a seed are depleted, seedlings switch on a "green" photosynthesis program ( Arabidopsis seedling at the top). Credit: Courtesy of Jesse Woodson, Salk Institute for Biological Studies

The seeds sprouting in your spring garden may still be struggling to reach the sun. If so, they are consuming a finite energy pack contained within each seed. Once those resources are depleted, the plant cell nucleus must be ready to switch on a "green" photosynthetic program. Researchers at the Salk Institute for Biological Studies recently showed a new way that those signals are relayed.

In a study published in the May 24, 2011, issue of the journal Biologie actuelle, a team led by Joanne Chory, Ph.D., professor and director of the Plant Molecular and Cellular Biology Laboratory, and including postdoctoral fellows, Jesse Woodson, Ph.D., and Juan Perez-Ruiz, Ph.D., identify a signaling factor sent by plant chloroplasts to turn on photosynthesis-related genes. Their finding may help achieve greater crop yields and better plant health.

"When a seedling establishes a photosynthetic lifestyle, it needs to activate several thousand genes in the nucleus," says Chory, also a Howard Hughes Medical Institute investigator and holder of the Howard H. and Maryam R. Newman Chair in Plant Biology. "One of the signals to do this comes from the organelle in charge of photosynthesis, called the chloroplast. In this study we identified this signaling molecule as heme."

Although in plants and animals most genes reside in the nucleus, small DNA rings of genes are found in other cellular venues such as energy-producing mitochondria. Plant chloroplasts, whose primary function is to turn light and carbon dioxide into energy and carbohydrates required for growth, also contain genes that regulate photosynthesis-related factors encoded in the plant cell nucleus.

"The Chory lab previously identified mutations in five genes in Arabidopsis thaliana plants that were unable to synthesize molecules such as chlorophyll or respond to signals generated by intermediates of the chlorophyll biosynthetic pathway," explains Woodson, the study's first author. "Those studies suggested that when plants undergo stress, an intermediate accumulates that tells the nucleus to stop 'turning green.'"

When plants encounter stressful situations, such as the herbicide norflurazon, the genes that control photosynthesis are turned off leading to a bleached appearance ( Arabidopsis seedling at the bottom). Credit: Courtesy of Jesse Woodson, Salk Institute for Biological Studies

These mutants—called GUN (for genomes uncoupled) 1 to 5—lack proteins necessary to relay these signals to the nucleus. Chloroplasts in normal plants might deploy those signals when plants encounter stress, such as too much heat or too little water. Inhibitory signals could also be sent when germinating sprouts are not yet mature enough to make the leap from relying on the seed energy pack to generating their own energy using sunlight.

Suspecting that positive signals must also govern the process, the team screened Arabidopsis for factors that switched photosynthetic proteins on, rather than off. For that, they employed an experimental approach called activation tagging, in which gene-activating DNA sequences are inserted randomly into the Arabidopsis genome and plants are then subjected to a herbicide shower. The team then looked for any survivor that persisted in making photosynthetic proteins. By definition, in that mutant plant a gene required to sustain a photosynthetic growth response must have been experimentally switched on.

What they found was a gene designated gun 6, which encodes the enzyme ferrochelatase 1 (FC1), the first gun mutant indicating a positive rather than a negative signal. "Gun 6 mutants make too much FC1 protein, an enzyme required to make a signaling molecule called heme," explains Woodson. Although it is a cofactor in numerous plant and animal pathways, heme is most famous as the oxygen-carrying component of hemoglobin.

The study suggests that excess heme drives expression of photosynthesis-related genes. "If a plant makes abnormally high levels of heme, the nucleus could be unaware that the chloroplast is nonfunctional and may keep making growth-related proteins," says Woodson. "Heme is likely the signal sent from a healthy chloroplast to the nucleus saying it is time to make proteins required for photosynthesis."

The team also genetically engineered plants to make too much of an FC1 isoform, known as FC2, and found photosynthesis-related genes were not upregulated, suggesting that heme made from FC2 differs from that made by FC1, and that overall signals regulating plant growth are highly complex.

The mustard plant Arabidopsis is favored by plant biologists for the same reasons that animal biologists rely on mice and fruitflies—it's easy to grow, compact, reproduces rapidly (which for plant biologists means it makes tons of seeds—and fast), its genome is sequenced, and it can be manipulated genetically.

Plus, it is incredibly boring. "There is nothing unusual about Arabidopsis," notes Woodson. "Which is good, because anything we learn from it will be generally true for most plants."

Affirming that "every plant" quality, the team isolated the corn (Zea mays) equivalent of the FC1 gene and engineered Arabidopsis to make artificially high levels of the corn protein. Like gun 6 mutants, those plants continued to make photosynthesis-related genes when subjected to herbicide, demonstrating that FC1 likely does the same thing in a crop plant as it does in a weed. However, analysis of corn, rice or barley would be experimentally less practical, given their longer growth cycles and the space required to grow them.

"Overall, this work answers basic questions regarding how a plant grows, builds chloroplasts and harvests light energy in order to turn into a photosynthetic organism," says Chory. "Understanding how plants coordinate gene expression between the chloroplast and nucleus will ultimately increase crop yields in the field, where plants often encounter multiple stresses during the growing season."


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