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8.3 : Les effets du pH sur la croissance microbienne - Biologie


Compétences à développer

  • Illustrer et décrire brièvement les exigences minimales, optimales et maximales de pH pour la croissance
  • Identifier et décrire les différentes catégories de microbes ayant des exigences de pH pour la croissance : acidophiles, neutrophiles et alcaliphiles
  • Donner des exemples de micro-organismes pour chaque catégorie d'exigence de pH

Les yaourts, les cornichons, la choucroute et les plats assaisonnés au citron vert doivent tous leur goût acidulé à une teneur élevée en acide (Figure (PageIndex{1})). Rappelons que l'acidité est fonction de la concentration en ions hydrogène [H+] et est mesuré en pH. Les environnements dont le pH est inférieur à 7,0 sont considérés comme acides, tandis que ceux dont le pH est supérieur à 7,0 sont considérés comme basiques. Un pH extrême affecte la structure de toutes les macromolécules. Les liaisons hydrogène qui maintiennent ensemble les brins d'ADN se brisent à un pH élevé. Les lipides sont hydrolysés par un pH extrêmement basique. La force motrice protonique responsable de la production d'ATP dans la respiration cellulaire dépend du gradient de concentration de H+ à travers la membrane plasmique (voir Respiration cellulaire). Si H+ les ions sont neutralisés par les ions hydroxyde, le gradient de concentration s'effondre et altère la production d'énergie. Mais le composant le plus sensible au pH dans la cellule est son cheval de bataille, la protéine. Des changements modérés de pH modifient l'ionisation des groupes fonctionnels d'acides aminés et perturbent la liaison hydrogène, ce qui, à son tour, favorise des changements dans le repliement de la molécule, favorisant la dénaturation et l'activité de destruction.

Figure (PageIndex{1}) : Les bactéries lactiques qui fermentent le lait en yaourt ou transforment les légumes en cornichons se développent à un pH proche de 4,0. La choucroute et des plats comme le pico de gallo doivent leur saveur acidulée à leur acidité. Les aliments acides ont été un pilier de l'alimentation humaine pendant des siècles, en partie parce que la plupart des microbes qui causent la détérioration des aliments se développent mieux à un pH presque neutre et ne tolèrent pas bien l'acidité. (crédit « yaourt » : modification de l'œuvre par « nina.jsc »/Flickr ; crédit « cornichons » : modification de l'œuvre par Noah Sussman ; crédit « choucroute » : modification de l'œuvre par Jesse LaBuff ; crédit « pico de gallo » : modification du travail par « regan76 »/Flickr)

Le pH de croissance optimal est le pH le plus favorable à la croissance d'un organisme. La valeur de pH la plus basse qu'un organisme peut tolérer est appelée pH de croissance minimum et le pH le plus élevé est le pH de croissance maximum. Ces valeurs peuvent couvrir une large plage, ce qui est important pour la conservation des aliments et la survie des micro-organismes dans l'estomac. Par exemple, le pH de croissance optimal de Salmonelle spp. est de 7,0 à 7,5, mais le pH de croissance minimum est plus proche de 4,2.

La plupart des bactéries sont des neutrophiles, ce qui signifie qu'elles se développent de manière optimale à un pH compris entre une ou deux unités de pH du pH neutre de 7 (voir la figure (PageIndex{2})). Les bactéries les plus connues, comme Escherichia coli, staphylocoques et Salmonelle spp. sont des neutrophiles et ne s'en sortent pas bien dans le pH acide de l'estomac. Cependant, il existe des souches pathogènes de E. coli, S. typhi, et d'autres espèces d'agents pathogènes intestinaux qui sont beaucoup plus résistants à l'acide gastrique. En comparaison, les champignons prospèrent à des valeurs de pH légèrement acides de 5,0 à 6,0.

Les micro-organismes qui se développent de manière optimale à un pH inférieur à 5,55 sont appelés acidophiles. Par exemple, l'oxydation du soufre Sulfolobe spp. isolés des champs de boue sulfureuse et des sources chaudes du parc national de Yellowstone sont des acidophiles extrêmes. Ces archées survivent à des valeurs de pH de 2,5 à 3,5. Espèce du genre archéen Ferroplasme vivent dans le drainage minier acide à des valeurs de pH de 0 à 2,9. Lactobacilles les bactéries, qui constituent une partie importante du microbiote normal du vagin, peuvent tolérer des environnements acides à des valeurs de pH de 3,5 à 6,8 et contribuent également à l'acidité du vagin (pH de 4, sauf au début des règles) grâce à leur production métabolique d'acide lactique. L'acidité du vagin joue un rôle important dans l'inhibition d'autres microbes moins tolérants à l'acidité. Les micro-organismes acidophiles présentent un certain nombre d'adaptations pour survivre dans des environnements fortement acides. Par exemple, les protéines présentent une charge de surface négative accrue qui les stabilise à faible pH. Les pompes éjectent activement H+ ions hors des cellules. Les changements dans la composition des phospholipides membranaires reflètent probablement la nécessité de maintenir la fluidité membranaire à faible pH.

Figure (PageIndex{2}) : Les courbes montrent les plages de pH approximatives pour la croissance des différentes classes de procaryotes spécifiques du pH. Chaque courbe a un pH optimal et des valeurs de pH extrêmes auxquelles la croissance est très réduite. La plupart des bactéries sont des neutrophiles et se développent mieux à un pH presque neutre (courbe centrale). Les acidophiles ont une croissance optimale à des valeurs de pH proches de 3 et les alcaliphiles ont une croissance optimale à des valeurs de pH supérieures à 9.

À l'autre extrémité du spectre se trouvent les alcaliphiles, des micro-organismes qui se développent le mieux à un pH compris entre 8,0 et 10,5. Vibrio cholerae, l'agent pathogène du choléra, se développe mieux à un pH légèrement basique de 8,0 ; il peut survivre à des valeurs de pH de 11,0 mais est inactivé par l'acide de l'estomac. Lorsqu'il s'agit de survie à pH élevé, l'archéen rose vif Natronobactérie, trouvé dans les lacs de soude de la vallée du Rift africain, pourrait détenir le record à un pH de 10,5 (Figure (PageIndex{3})). Les alcaliphiles extrêmes se sont adaptés à leur environnement hostile grâce à une modification évolutive de la structure des lipides et des protéines et à des mécanismes compensatoires pour maintenir la force motrice des protons dans un environnement alcalin. Par exemple, l'alcaliphile Bacillus firmus dérive l'énergie pour les réactions de transport et la motilité d'un Na+ gradient ionique plutôt qu'une force motrice protonique. De nombreuses enzymes des alcaliphiles ont un point isoélectrique plus élevé, en raison d'une augmentation du nombre d'acides aminés basiques, que les enzymes homologues des neutrophiles.

Figure (PageIndex{3}) : Vue depuis l'espace du lac Natron en Tanzanie. La couleur rose est due à la pigmentation des microbes extrêmes alcaliphiles et halophiles qui colonisent le lac. (crédit : NASA)

Concepts clés et résumé

  • Les bactéries sont généralement les neutrophiles. Ils poussent mieux à un pH neutre proche de 7,0.
  • Acidophiles croître de manière optimale à un pH proche de 3,0. Alcaliphiles sont des organismes qui se développent de manière optimale entre un pH de 8 et 10,5. Les acidophiles et les alcaliphiles extrêmes se développent lentement ou pas du tout près d'un pH neutre.
  • Les micro-organismes se développent mieux à leur pH de croissance optimal. La croissance se produit lentement ou pas du tout en dessous de la pH de croissance minimal et au dessus du pH de croissance maximal.

Choix multiple

Les bactéries qui se développent dans le drainage minier à un pH de 1 à 2 sont probablement les suivantes ?

A. les alcaliphiles
B. acidophiles
C. neutrophiles
D. anaérobies obligatoires

B

Les bactéries isolées du lac Natron, où le pH de l'eau est proche de 10, sont les suivantes ?

A. anaérobies facultatifs
C. anaérobies obligatoires

UNE

Dans quel environnement êtes-vous le plus susceptible de rencontrer un acidophile ?

A. sang humain à pH 7,2
B. un évent chaud à pH 1,5
C. intestin humain à pH 8,5
D. lait à pH 6,5

B

Remplir les trous

Une bactérie qui se développe dans un lac de soude où le pH moyen est de 10,5 peut être classée comme a(n)________.

alcaliphile

Lactobacillus acidophilus pousse mieux à pH 4,5. Il est considéré comme un(e) ________.

acidophile

Réponse courte

Quelle macromolécule dans la cellule est la plus sensible aux changements de pH ?

Quel processus métabolique dans la cellule bactérienne est particulièrement difficile à pH élevé ?

Esprit critique

Les personnes qui utilisent des inhibiteurs de la pompe à protons ou des antiacides sont plus sujettes aux infections du tractus gastro-intestinal. Pouvez-vous expliquer l'observation à la lumière de ce que vous avez appris?

Donateur

  • Nina Parker, (Université Shenandoah), Mark Schneegurt (Wichita State University), Anh-Hue Thi Tu (Georgia Southwestern State University), Philip Lister (Central New Mexico Community College) et Brian M. Forster (Université Saint Joseph) avec de nombreux auteurs contributeurs. Contenu original via Openstax (CC BY 4.0 ; accès gratuit sur https://openstax.org/books/microbiology/pages/1-introduction)


L'influence des caractéristiques du pH sur la présence de bactéries coliformes dans le détroit de Madura ☆

L'un des types de bactéries les plus courants dans l'océan est une bactérie à Gram négatif, y compris les bactéries coliformes. Ces bactéries ont été régulièrement observées dans les eaux entourant l'île de Madura. Le degré d'acidité (pH) est l'un des facteurs importants dans la croissance des bactéries. Cette recherche visait à connaître les caractéristiques du pH et ses effets sur la présence de bactéries gram-négatives dans le détroit de Madura. Le résultat montre que les modèles de distribution du pH dans le site d'étude étaient de 6,9 ​​à 8,3 (2012) et 6,3 à 8 (2013), et la survie des bactéries dans un environnement acide était de 7,5% et dans un environnement alcalin était de 66,11%, respectivement.


Introduction

Figure 1. Les procaryotes ont une grande diversité métabolique avec des conséquences importantes pour d'autres formes de vie. Le drainage minier acide (à gauche) est un grave problème environnemental résultant de l'introduction d'eau et d'oxygène dans les bactéries oxydant les sulfures pendant les processus miniers. Ces bactéries produisent de grandes quantités d'acide sulfurique en tant que sous-produit de leur métabolisme, ce qui crée un environnement à faible pH qui peut tuer de nombreuses plantes et animaux aquatiques. D'autre part, certains procaryotes sont essentiels à d'autres formes de vie. Les nodules racinaires de nombreuses plantes (à droite) abritent des bactéries fixatrices d'azote qui convertissent l'azote atmosphérique en ammoniac, fournissant une source d'azote utilisable pour ces plantes. (crédit à gauche : modification du travail par D. Hardesty, USGS Columbia Environment Research Center crédit à droite : modification du travail par Celmow SR, Clairmont L, Madsen LH et Guinel FC)​

Tout au long de l'histoire de la Terre, le métabolisme microbien a été une force motrice derrière le développement et le maintien de la biosphère de la planète. Les organismes eucaryotes tels que les plantes et les animaux dépendent généralement de molécules organiques pour leur énergie, leur croissance et leur reproduction. Les procaryotes, d'autre part, peuvent métaboliser une large gamme de matières organiques et inorganiques, des molécules organiques complexes comme la cellulose aux molécules inorganiques et aux ions tels que l'azote atmosphérique (N2), l'hydrogène moléculaire (H2), le sulfure (S 2− ), les ions manganèse (II) (Mn 2+ ), le fer ferreux (Fe 2+ ) et le fer ferrique (Fe 3+ ), pour n'en nommer que quelques-uns. En métabolisant ces substances, les microbes les convertissent chimiquement en d'autres formes. Dans certains cas, le métabolisme microbien produit des produits chimiques qui peuvent être nocifs pour d'autres organismes dans d'autres, il produit des substances essentielles au métabolisme et à la survie d'autres formes de vie (Figure 1).


Pourquoi le pH est important ?

Le pH est une quantité importante qui reflète les conditions chimiques d'une solution. Le pH peut contrôler la disponibilité des nutriments, les fonctions biologiques, l'activité microbienne et le comportement des produits chimiques. Pour cette raison, la surveillance ou le contrôle du pH du sol, de l'eau et des produits alimentaires ou des boissons est important pour une grande variété d'applications.

Agriculture et jardinage

Le sol est un système complexe qui implique de nombreux facteurs différents qui sont affectés par le pH du sol, tels que l'activité microbienne, la croissance fongique, la disponibilité des nutriments et la croissance des racines [1] .

Dans des conditions acides, de nombreux minéraux du sol deviennent solubles, libérant des métaux toxiques tels que l'aluminium. Certains nutriments, tels que le phosphore et le molybdène, deviennent moins disponibles à des valeurs de pH inférieures. Dans des conditions alcalines (basiques), le sol peut devenir déficient en nutriments tels que le zinc, le cuivre, le fer, le manganèse, le bore et le phosphore.

La plupart des plantes ont tendance à donner de meilleurs résultats dans la plage de pH d'environ 6,0 à 7,0, qui est la plage dans laquelle le plus de nutriments sont disponibles. Cependant, certaines plantes préfèrent des conditions plus acides ou basiques, comme les myrtilles (4,0-6,0) ou la jacinthe (6,5-7,5).

Lorsque le pH du sol est en dehors de la plage souhaitée, le pH peut être modifié en ajoutant des matières acides (par exemple, du soufre natif) ou basiques (par exemple, de la chaux) au sol. Pour corriger le pH d'un sol acide par chaulage, une analyse d'acidité échangeable doit être effectuée afin de calculer la quantité de chaux requise.

Aquaculture et écosystèmes aquatiques

Une eau dont le pH est trop bas ou trop élevé peut être nocive pour les poissons et autres organismes aquatiques. À faible pH, les métaux toxiques tels que l'aluminium peuvent pénétrer dans l'eau en plus grandes concentrations, certains produits chimiques azotés deviennent plus toxiques et les processus métaboliques des poissons peuvent devenir moins efficaces. L'eau dont le pH est inférieur à 5 peut inhiber la reproduction ou entraîner la mort, et les jeunes poissons et autres organismes aquatiques sont particulièrement sensibles. L'eau avec un pH inférieur à 6,5 peut inhiber la croissance.

À des valeurs de pH élevées (comme >9), la plupart des ions ammonium sont convertis en ammoniac, qui est toxique pour les poissons. Ce problème s'aggrave avec des températures plus élevées. L'eau avec un pH entre 9 et 10 aura tendance à inhiber la croissance, et l'eau avec un pH de 11 ou plus tuera les poissons.

La plage de pH de 6,5 à 9 est acceptable pour la plupart des poissons. Dans les aquariums et autres systèmes aquatiques fermés, il est important que l'eau soit suffisamment tamponnée (généralement avec des ions bicarbonate et carbonate) pour éviter les variations sauvages du pH.

Traitement de l'eau

Que ce soit dans le traitement de l'eau potable ou des eaux usées, le pH est important. Le pH de l'eau potable doit être compris entre 6,5 et 8,5. L'eau potable à faible pH peut dégrader les tuyaux, provoquant le lessivage de métaux toxiques tels que le cuivre et le lessivage dans l'approvisionnement en eau. Une eau dont le pH est trop élevé a un goût désagréable et l'efficacité des désinfectants comme le chlore est diminuée.

Dans le traitement des eaux usées (par exemple, les eaux usées ou les déchets industriels), le pH est contrôlé de sorte que les réactions chimiques ou microbiennes souhaitées se déroulent aussi efficacement que possible. Les opérateurs surveillent et ajustent soigneusement le pH pour répondre aux changements de conditions chimiques ou microbiologiques.

Entretien piscine

Les piscines ont généralement des valeurs de pH comprises entre 7,2 et 7,8. Si le pH est trop élevé, l'efficacité du désinfectant au chlore devient trop faible, ce qui rend la piscine sensible à la croissance d'algues et l'empêche de tuer efficacement les virus et les bactéries. Si le pH est trop bas, l'eau devient irritante pour les yeux et le nez, et elle peut corroder le plâtre ou les surfaces métalliques.

Industrie alimentaire

Dans l'industrie alimentaire, le pH est mesuré pour tester la qualité, contrôler l'activité microbienne, contrôler le goût et d'autres propriétés, et prolonger la durée de conservation des aliments. Dans le lait, le pH est testé pour vérifier les impuretés ou les infections. Le pH est également affecté par l'acidification du lait et la maturation de la crème, et le pH détermine si le fromage sera mou ou dur. Le pH de la crème détermine également si le beurre sera acide ou sucré. Pour la production de yaourt, le pH du lait cultivé est maintenu bas pour maintenir un environnement souhaitable pour une activité microbienne appropriée.

Le pH des aliments est également utilisé pour surveiller leur qualité. Par exemple, un pH trop élevé peut indiquer une viande dégradée.

Pour de nombreux aliments, le pH doit être maintenu dans une plage étroite afin que les aliments puissent être conservés plus longtemps. Par exemple, la pâte à pain est acidifiée pour prolonger la durée de conservation du pain, tout comme les sauces telles que la mayonnaise. Lors de la mise en conserve d'aliments peu acides (avec un pH < 4,6), des précautions supplémentaires doivent être prises pour tuer les spores bactériennes, car elles peuvent se développer lorsque le pH est supérieur à 4,6, ce qui peut provoquer le botulisme.

Brasserie et vinification

Semblable à d'autres processus impliquant une activité microbienne, le pH affecte de nombreux aspects différents du processus de brassage de la bière. En particulier, le pH du moût contrôle le comportement de plusieurs enzymes utilisées en brassage, et il devrait être compris entre 5,3 et 5,8 pour la plupart des moûts.

Le pH du vin doit être maintenu à un niveau bas pour éviter que les bactéries ne dégradent le vin. Les vins à pH plus bas auront tendance à mûrir plus lentement et seront moins sensibles à la détérioration. Le pH du vin affecte également son goût, car les vins plus acides ont tendance à être secs. Les valeurs de pH pour les vins se situent généralement entre 3,0 et 4,0, et les vins blancs ont tendance à avoir des valeurs de pH inférieures à celles des vins rouges.


Matériaux et méthodes

Échantillons de sol

La couche arable de neuf CKS préindustriels sur Haplic ou Albic Luvisol (IUSS Working Group WRB, 2014) situés au sein de la ceinture de loess belge a été échantillonnée en avril 2012. Sur les sites d'étude, les précipitations annuelles moyennes varient entre 864 et 937 mm, tandis que la moyenne la température annuelle varie entre 9,6 et 10ଌ. Selon la classification WRB, la texture du sol était définie comme un limon ou un loam limoneux (IUSS Working Group WRB, 2014). Quatre sites étaient situés dans des forêts (Hardy et al., 2016) et cinq dans des terres cultivées (Hardy et al., 2017a), dans des zones qui avaient été déboisées pour la culture après la production de charbon de bois. Étant donné que le matériau parental (dépôt de loess) est identique dans les neuf sites, nous avons supposé que l'utilisation des terres était le principal facteur de formation du sol qui différenciait les terres cultivées des sites forestiers. Les sols forestiers échantillonnés sont tous très acides, même en présence de charbon de bois, ce qui diffère fortement des sols des terres cultivées qui sont fréquemment chaulés et ont des pH proches de la neutralité. Pour chaque site, les propriétés du sol de l'horizon organo-minéral (A) du CKS ont été comparées à celles du sol de référence directement adjacent. Pour les sites de terres cultivées, des échantillons de sol ont été prélevés à la profondeur de la couche de labour (0� cm), de la même manière que les sols de four et de référence. Pour les sites forestiers, toute la profondeur de l'horizon A a été échantillonnée, jusqu'à 40 cm de profondeur pour les horizons A riches en charbon à CKS, tandis que les horizons Ah étaient limités aux 5 à 10 cm supérieurs pour les sols de référence.

Propriétés physico-chimiques du sol

Le pH du sol a été mesuré dans l'eau (pH-H2O) et dans 1M KCl (pH-KCl) à un rapport de masse sol/solution de 1:5. Les teneurs élémentaires en C et N ont été mesurées par combustion sèche (vario MAX, Elementar). La teneur en C inorganique a été mesurée par la méthode du calcimètre à pression modifiée sur des sous-échantillons finement broyés (𼈀 μm) (Sherrod et al., 2002). La teneur en C inorganique était toujours nulle ou inférieure à la limite de détection (π,2 g kg 𢄡 ). Par conséquent, le C total a été considéré comme correspondant au C organique total (COT), qui comprend le charbon-C. La CEC potentielle a été déterminée par percolation d'acétate d'ammonium 1M (naturellement tamponné à pH 7) sur des colonnes de sol (Metson, 1956). L'ammonium a été désorbé avec une solution de KCl 1,33 M et mesuré par colorimétrie (ISO7150/1). Le Ca 2 & 43 échangeable, le Mg 2 & 43, le K & 43 et le Na & 43 ont été mesurés dans l'extrait par spectroscopie d'émission atomique plasma à couplage inductif (ICP-AES 6500 duo, Thermo Scientific). Nous avons calculé la saturation en bases du sol comme le rapport entre la somme des échangeables Ca 2+ , Mg 2+ , K + , et Na + et la CEC. Le P disponible dans les plantes a été extrait avec une solution d'acétate d'ammonium 0,5 M & EDTA à pH 4,65 à un rapport de masse sol:solution de 1:5 (Lakanen et Ervi&# x000F6, 1971), et les extraits ont été analysés par ICP-AES .

Quantification de la teneur en charbon de bois-C

La calorimétrie différentielle à balayage (DSC) a été utilisée pour déterminer la teneur en charbon-C et en COS non carbonisé dans le sol. La méthodologie de quantification du charbon-C est détaillée par Hardy et al. (2017a). Brièvement, entre 15 et 25 mg de sol broyé en poudre ont été scannés avec un DSC 100 (TA Instruments) sous un flux de 50 ml min d'air synthétique de la température ambiante à 600ଌ, à une vitesse de chauffe de 10ଌ min 𢄡 (Leifeld, 2007). La fraction de charbon-C contenu a été déterminée en fonction de la hauteur de trois pics dérivés de la combustion du charbon de bois par rapport au pic principal résultant de la combustion de matière organique non carbonisée (Leifeld, 2007). Avant l'analyse, les sols forestiers ont été tamponnés à pH 7 par équilibrage avec 1 M d'acétate d'ammonium (naturellement tamponné à pH 7) puis saturés de Ca 2 & 43 par agitation dans une solution de 1 M CaCl2. Ce prétraitement visait à déprotoner la plupart des acides carboxyliques présents à la surface du charbon, et à saturer les anions carboxylates en Ca 2 & 43 . Hardy et al. (2017b) ont montré que la présence de Ca diminue la stabilité thermique de la fraction riche en O du charbon de bois. Cela empêche alors les pics de se chevaucher, ce qui autrement biaiserait la quantification de la teneur en BC. Des échantillons de sol agricole ont été scannés sans préparation préalable car leur pH-H2O était déjà proche du neutre, et parce qu'ils étaient déjà presque saturés de Ca 2 & 43 car ils sont fréquemment chaulés.

Expérience d'incubation

Pour chaque échantillon, 120 g de sol sec tamisé à 2 mm ont été pesés dans des cylindres en acier de 100 cm3, fermés par une membrane poreuse en nylon au fond. Les carottes de sol ont été saturées par l'ajout d'eau déminéralisée et ont ensuite été laissées dans un bac sous pression jusqu'à ce qu'un pF de 2,5 soit atteint, correspondant approximativement à la capacité au champ pour un sol non remanié. L'équilibration a duré 2 semaines. Chaque sol réhumidifié a ensuite été divisé en trois sous-échantillons de tailles similaires qui ont été incubés dans des pots hermétiques de 500 ml pendant 138 jours dans une chambre climatique, à une température constante de 20 °C. Pour suivre CO2 émissions au cours du temps, un récipient ouvert avec 25 ml de NaOH 0,5 M a été placé au centre de chaque pot, pour piéger le CO2. La conductivité électrique (CE) de la solution de NaOH diminue linéairement avec la quantité de CO2 consommée et a été mesurée après 3, 5, 10, 17, 24, 31, 38, 45, 52, 61, 68, 75, 90, 97, 115, 124 et 138 jours pour déterminer la quantité de CO émise2 du sol (Rodella et Saboya, 1999). Pour chaque mesure d'EC, les bocaux ont été laissés ouverts pour permettre le renouvellement de l'air de l'espace de tête. Nous avons calculé que O2 la consommation entre deux mesures n'a jamais dépassé 10 % du volume total d'O2 dans le bocal, ce qui garantit que O2 n'était pas déficient pour la respiration microbienne. Les incubations ont été arrêtées à 138 jours car, au jour 68, le profil de CO2 les émissions du sol avaient atteint un taux constant et une aliquote a été prélevée dans chaque carotte de sol pour l'analyse PLFA.

Biomasse microbienne et structure communautaire

Les aliquotes de triples du même sol ont été regroupées pour limiter le nombre de mesures de PLFA à une pour chaque sol. Directement après l'échantillonnage des pots d'incubation, les sols ont été lyophilisés et stockés à �ଌ. Pendant le transport, les échantillons lyophilisés ont été conservés au froid dans de la neige carbonique. Les PLFA ont été extraites au Département de gestion des sols de l'Université de Gand, selon la procédure décrite en détail par Sleutel et al. (2012), à l'exception du fait que nous avons introduit une quantité connue de 1,2-dihénarachidoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine (C21:0 PC Avanti Polar Lipids Inc.), un standard PLFA absent du sol, pour tester si le la présence de charbon de bois diminue l'efficacité d'extraction du PLFA, comme cela a été observé pour les biochars frais (Gomez et al., 2014). Trente μg de C21:0 PC ont été ajoutés à chaque échantillon avant le début de l'extraction du PLFA (Gomez et al., 2014). Nous avons supposé que le charbon de bois interagissait de manière similaire avec le C21:0 PC et avec le PLFA naturellement présent dans le sol.

Brièvement, 4 g de sol lyophilisé ont été mélangés avec 3,6 ml de tampon phosphate (pH 7,0), 4 ml de chloroforme et 8 ml de méthanol. Après centrifugation, les phospholipides dans la solution du surnageant ont été séparés des neutres et des glycolipides par élution séquentielle de chloroforme et d'acétone sur des colonnes de silice (Chromabond, Macherey-Nagel GmbH, D&# x000FCren, Allemagne). Les phospholipides ont été récupérés avec du méthanol et saponifiés pour obtenir des acides gras. Ceux-ci ont été séchés, dissous dans un mélange méthanol:toluène et transformés en esters méthyliques d'acides gras par méthylation avec du KOH méthanolique 0,2 M. La concentration des biomarqueurs PLFA a été déterminée par chromatographie en phase gazeuse-spectroscopie de masse (GC-MS) avec un Thermo Focus GC associé à un Thermo DSQ quadripole MS (Interscience BVBA) en mode ionisation électronique. Les concentrations de PLFA dans le sol fournissent des informations quantitatives sur la biomasse microbienne totale et la structure de la communauté microbienne. Nous avons considéré que les AGPL iC15:0, aC15:0, iC16:0, iC17:0 et aC17:0 étaient représentatifs des bactéries Gram-positives (G+) et des AGPL C16:1𼥼, C18:1𼥼 , et cyC17:0 pour les bactéries Gram-négatives (G-). Les PLFA C15:0, C17:0 et cyC19:0 ont été considérés comme des marqueurs pour les bactéries générales, et les PLFAs 10MeC16:0 et 10MeC18:0 comme marqueurs pour les actinomycètes. Les AGPL C18:2㲖,9c, C18:1𼦜, C18:2c9,1 et C18:3c9,12,15 ont été considérés comme des indicateurs de champignons, et les AGPL C20:4㲖,9,12,15c et C20:5㲓,6,9,12,15c de protozoaires (Sleutel et al., 2012).


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Test de pH dans le traitement des eaux usées

Le pH de l'environnement a un effet profond sur le taux de croissance microbienne. Le pH affecte la fonction des enzymes métaboliques. Des conditions acides (pH bas) ou basiques (pH élevé) altèrent la structure de l'enzyme et stoppent la croissance. La plupart des micro-organismes se portent bien dans une plage de pH de 6,5 à 8,5. Cependant, certains systèmes enzymatiques peuvent tolérer des pH extrêmes et prospéreront dans des environnements acides ou basiques. Les champignons, par exemple, se portent bien dans un environnement acide. Cependant, la plupart des bactéries et des protozoaires se développent mieux dans des environnements neutres (pH 7). Un pH anormal ou irrégulier dans les procédés de traitement biologique peut entraîner une diminution significative du taux d'élimination des composés organiques de l'environnement, ce qui affectera les mesures de la demande biochimique en oxygène (DBO).

De nombreuses usines doivent contrôler le pH de leurs effluents de procédé dans une plage acceptable avant qu'ils ne soient mélangés à la biomasse dans le bassin de stabilisation aéré (BSA) ou le système de boues activées. Même une exposition de courte durée (exposition de moins d'une minute) à un pH extrême provoque une destruction microbienne importante. Certains affluents (effluents de procédé) sont légèrement basiques avec des pH compris entre 9,0 et 10,5. Parce que les bactéries génèrent du CO2 (un gaz acide) en tant que sous-produit du métabolisme, elles autorégulent le pH dans une certaine mesure, tant que le pH n'est pas si grave qu'il n'arrête complètement le métabolisme des bactéries.

Le pH se rapproche de la concentration des ions hydrogène dans une solution. La valeur du pH est le logarithme négatif (base 10) de la concentration en ions H + dans la solution. En laboratoire, le pH est mesuré par mesure de pH électrométrique qui est la détermination de l'activité des ions hydrogène par mesure potentiométrique à l'aide d'une électrode à hydrogène standard et d'une électrode de référence. La sonde de pH est placée dans l'échantillon (tout en agitant) et le nombre est enregistré une fois les lectures stabilisées. Parce que c'est sur une échelle logarithmique, il faudra dix fois plus d'acide ou de base (caustique) pour élever ou abaisser le pH de deux unités que pour l'augmenter ou l'abaisser d'une unité. Par exemple, s'il faut 10 gallons d'un acide particulier pour abaisser le pH d'un affluent de 10 à un pH de 9, il faudra 100 gallons pour l'abaisser d'un pH de 10 à un pH de 8.


5 facteurs affectant la communauté microbienne dans le sol | Microbiologie

Les principaux facteurs externes qui influencent la communauté microbienne du sol sont : 1. L'humidité du sol 2. Les produits chimiques organiques et inorganiques 3. La matière organique du sol 4. Les types de végétation et ses stades de croissance 5. Les différentes saisons.

Facteur n° 1. Humidité du sol :

L'humidité est présente sous forme de film dans les pores du sol. La quantité d'eau augmente avec l'augmentation de la porosité du sol. La taille des pores dépend de la texture du sol, c'est-à-dire de la composition du sable, du limon et des argiles. De plus, l'humidité du sol est affectée par l'irrigation, le drainage ou des pratiques de gestion comme le travail du sol ou la rotation des cultures qui améliorent l'absorption et la transmission de l'eau par le sol.

Facteur n° 2. Produits chimiques organiques et inorganiques :

The chemicals are very important for microorganisms as these provide nutrition for growth, activity and survival of microorganisms in ecologically deficient niches in soil. The chemical factors are gases, acids, micro- and macro-elements, clay minerals, etc. In the soil solution gases (oxygen, methane and carbon dioxide), and microorganisms are dissolved.

However, the dissolved components are in constantly shifting equilibrium with the solid phase, soil air, and moisture as well as with soil organ­isms and plant root activity. It has been found that low potassium and high nitrogen favour cotton wilt by Fusarium vasinfectum.

Soil-borne fungi are sen­sitive to pH. As a result of pH range for vigour and growth, they are more destructive at acid and neutral at alkaline conditions.

For example, Plasmodiophora brassicae favours best in acid soil, and the disease produced by it is uncommon or mild in soil of pH more than 7.5. Acidophilic natives of Trichoderma viride increased in soil on addition of sulphur, carbon disulphide, and methylbromide due to lowering down of pH to about 4.0.

Factor # 3. Soil Organic Matter:

The dead organic material of plant and animal origin serve as total soil organic matter which later is subjected to microbial colonization and decomposition. However, upon incorporation of green manures, crop residues, etc. in soil, the community size of microorganisms gets increased.

At the same time application of these organic matter alters the composition of soil micro­flora, microfauna, and relative dominance of antagonistic bacteria, actinomycetes, fungi, amoebae, etc.

Facteur # 4. Types of Vegetation and its Growth Stages:

The dominance of one or the other groups is related to the type of vegetation and growth stages of a plant. Dubey and Dwivedi (1988) found an increased population of fungi in the non-rhizosphere and rhizosphere of soybean according to season and growth stages, respectively (Table 30.2).

In the rhizosphere aspergilli, fusaria and penicillia were dominant in addition to the other fungal species. However, frequency of Macrophomina phaseolina and Neocosmospora vasinfecta increased on rhizoplane with onset of senescence.

This selective action of plants is attributed to microbial response either to specific root-exudates or chemical constituents of sloughed-off tissues that undergo decomposition. Moreover, Mueller (1985) determined the incidence of fungi and bacteria occurring in the roots of six soybean cultivars growing in fields cropped for 3 years either with corn or soybean.

Cropping history affected the recovery of M. phaseolina, Phomopsis spp. and Trichoderma spp. but not Fusarium spp. or Gliocladium roseum. Recovery of Trichoderma spp. was greater following com than following soybean. After death of the plant soil saprophytes colonize rapidly, thus total spectrum of microflora in the rhizosphere is changed.

Factor # 5. Different Seasons:

The amount of plant available nutrients is governed by the number and activity of microorganisms. They remain in constant dynamic state in soil where microbial community is greatly influenced by physicochemical and biological factors. Changes in microbial community are known in soils of tropical, sub-tropical and temperate regions.

Shail and Dubey (1997) have studied the seasonal changes in microbial community (bacteria and fungi) and species diversity in fungi in banj-oak and chir-pine forest soils of Kumaon Himalaya in relation to edaphic factors. Maximum number of fungal taxa and average number of bacteria and fungi (per gram soil) were recorded in rainy season and minimum in summer season from both the soils (Table 30.3).

Table 30.3 : Seasonal changes in average number of fungi and bacteria per gram dry soil in banj-oak and chir-pine forest soils of himalaya.


Résultats et discussion

Geochemical properties of soils in the studied area

Anions and exchangeable cation concentrations, pH values, and CEC at both sites are summarized in Table 1. The soil from site 1 (lodging area of Jiri National Park) had an acidic pH of 5.2, while that from site 2, which was located close to the metropolitan city of Busan, was almost neutral (pH 7.7), which is in the optimal range (pH 6–8) required for microbial growth (Maier and Pepper 2009). The pH value of soil affects the solubilities of chemicals by influencing ionization degrees (Maier and Pepper 2009). It should be added that the pH values at the two sited mentioned above are integrated results due to numerous interactions between cations and anions in the soil solution (Fierer and Jackson 2006). Just the large difference in pH values at the two sites implies that the geochemical environment of both sites differed. As has been reported by others (Fierer and Jackson 2006 Lauber et al. 2009), we presumed that pH played a definite role on the diversities and compositions of bacterial community.

The total concentration of anions at site 1 was greater than at site 2. In particular, the concentration of NO3 − , which can be utilized immediately by microbes and plants, was much higher at site 1 (12.7 cmol/kg) than at site 2 (0.04 cmol/kg). For total exchangeable cations (Ca 2+ , Mg 2+ , K + , Na + ), their summed concentration at site 1 was almost the same as that at site 2 (Table 1). CEC, a measure of the capacity of soils and organic colloids to remove cations from solution, varies depending on the type of soil, and its value increases in line with the decomposition rate of organic matter by microorganisms (Alexander 1977). At the time of the sampling in November of 2012, the sites were already densely covered by litter to be degraded by microbes determined values of CEC to an extent reflect the decomposing of organic matter (leaves).

The CEC of 30.7 meq/100 g determined for soil from site 1 indicates relatively better conditions for microbial growth than at site 2 (13.0 meq/100 g). According to Maier and Pepper (2009), the average of CEC of soils range from 15 to 20 meq/100 g, and that CEC values of <15 meq/100 g leads to low nutrient levels in soil because of a reduced capacity to retain cations and essential nutrients, such as NO3 − and PO4 3− . Other factors, such as soil particle size, water, and nutrient availability not investigated in this study, might also have influenced the soil environment in various, but not fully explored, ways, as reported by others (Cookson et al. 2007 Brons and van Elsas 2008 Hartman et al. 2008 Will et al. 2001 Han et al. 2008). Particle size might change chemical properties by changing adsorption affinities (Maier and Pepper 2009). For example, small particle soil (silt and clay) allow more diverse microbial inhabitants than large particle. In terms of dominant bacterial groups related to particle size, bacteria belonging to the phylum Acidobacteria and the genus Prosthecobacter sp. (phylum Verrucomicrobia) were found to be more diverse in soils with small particles, whereas α-Proteobacteria dominated in large particle soils (Sessitsch et al. 2001). In addition, the availabilities of nutrients and organic matter also strongly influence bacterial abundances and diversities (Smit et al. 2001 Hartman et al. 2008 Will et al. 2001 Han et al. 2008).

Métaux lourds

Of the eight heavy metals detected in this study, Cr 6+ and Hg were almost undetectable (less than 0.0001 mg/kg) at both sites. Addressing the remaining six metals in decreasing order, Zn was detected at the highest concentration at both sites, although its value at site 1 (47.26 mg/kg) was lower than at site 2 (58.43 mg/kg). Pb and Ni were present at site 1 at slightly higher concentrations (19.43 and 13.27 mg/kg vs. 13.04 and 11.44 mg/kg), which was unexpected. Cu had concentrations of 11.67 and 14.25 mg/kg at sites 1 and 2, respectively. As had concentrations of 4.64 and 5.11 mg/kg, respectively, and Cd had concentrations of 0.40 and 1.35 mg/kg, respectively. So the concentrations of heavy metals, with the exception of Pb and Ni, were higher at site 2 than in soil from the Korean National Park (site 1), as depicted in Fig. 2. It has been reported that heavy metals can not only inhibit microbial growth and activity but also shift bacterial populations from heavy metal non-resistant to resistant populations over time (Kelly et al. 1999 Roane and Pepper 2000). Kelly and coworkers (1999), in a laboratory investigation on the effects of a Zn smelter on microbes, added 6000 mg/kg of Zn to soil, and 15 days later found Zn level in soil had reduced to 4660 mg/kg, which was ascribed to adsorption on the surfaces both of soil and microbes (Lee et al. 2008), and that cultured bacteria (isolates) had reduced by 87 %. However, over the course of the experiment, it was found that the bacterial composition had changed from a non-resistant to a resistant population. In addition, contamination by Cd or Pb at concentrations of 5–55 mg/kg and 75–1660 mg/kg, respectively, reduced of bacterial numbers by up to 1 %. Accordingly, it would appear the relatively low concentration of heavy metals found at both sites was insufficient to have affected microbial growth. However, the slightly higher heavy metal levels at site 2 might have had a negative effect on the dynamics of the bacterial community.

The concentration of heavy metals in soils sampled from site 1 and site 2

Moreover, in accord with the abovementioned results concerning the geochemical property of soils, the number of heterotrophic bacteria/fungi was higher at site 1 than at site 2 (Table 2). In the site 1 soil sample, numbers of heterotrophic bacteria (HPC) which is considered as an indicator of easily degradable organic compounds (Maier and Pepper 2009) were more than ten times greater than that at site 2.

Taken all together, the geochemical environment at site 1 seems to be more favorable for microbial growth than that at site 2. Because of the greater heterogeneity of soil per se that was revealed from millimeters of a micro scale, the so-called micro-environment (Madigan et al. 2010 Schramm et al. 1998 Hartman et al. 2008), maybe up to a continental scale, soil investigations are very time-demanding and costly, as compared with similar investigation on water or air. Nevertheless, overall but precise knowledge regarding the physico-geochemical properties of soil gathered through sophisticated methods is an important prerequisite to the understanding of its microbiological characteristics.

Comparison of bacterial compositions at the two sites

From the 7614 retrieved sequences, 344 chimeric sequences were removed using ChimeraSlayer (Haas et al. 2011) to avoid misreading, and the remaining 7270 classifiable sequences were analyzed by pyrosequencing (Table 3). For checking the validity of data used in this study, rarefaction curves, which were generated using the relationship between the OTU numbers and the sequence reads, were created using mothur output (data not shown) (OTU clustering, mothur (version 1.27.0). (http://www.mothur.org), CD-HIT-OTU (http: //weizhong-lab.ucsd.edu/cd-hit-otu/). Accessed 29 Aug 2013). Based on the rarefaction curve, the numbers of reads obtained were sufficient to assess the bacterial diversity at both sites.

Bacteria at both sites were affiliated with 12 phyla across the entire data set. Regarding the bacterial diversity observed on the phylum level in Table 4, with the exception of unclassified (1.4 %), the 1428 classifiable sequences retrieved from site 1 were distributed widely to 11 different phyla, while those for site 2 belonged to only six phyla. Three phyla, Proteobacteria (site 1 49.2 %, site 2 21.8 %), Actinobacteria (site 1 21.8 %, site 2 29.8 %), and Cyanobacteria (site 1 9.8 %, site 2 17.5 %) dominated both sites. The next most abundant phylum, Planctomycetes (7.2 %), at site 1 was not observed at site 2, whereas Bacteroidetes, which is regarded as a typical inhabitant of soil (Madigan et al. 2010 Lauber et al. 2009 Will et al. 2001), was much more abundant at site 2 (site 1 0.5 %, site 2 24.3 %,). Acidobacteria, known as bacteria occurring frequently in not only acidic soil but in all kinds of soil (Smit et al. 2001 Lauber et al. 2009 Will et al. 2001 Han et al. 2008), accounted only for a small proportion at both sites (site 1 2.7 %, site 2 1.1 %). On the other hand, somewhat unexpectedly, Cyanobacteria made up high proportion (site 1 9.8 %, site 2 17.5 %) at both sites. In a study on the bacterial diversity based on 16S rDNA clone from Korean acidic pine (pH 4.1) and oak wood (pH 5.3) soil, Proteobacteria was found to be the most dominant, followed by Firmicutes, Acidobacteria, Actinobacteria, Bacteroidetes, Verrucomicrobia, and Planctomycetes, but not Cyanobacteria (Han et al. 2008). In a loamy sand soil with a little acidic pH (5.5–6.5), Brons and van Elsas (2008) observed the bacterial community by clone analysis and found Cyanobacteria in a minor proportion.

In agreement with studies by others (Madigan et al. 2010 Brons and van Elsas 2008 Han et al. 2008), Proteobacteria, the most abundant phylum in soil, composed almost half of total bacteria at site 1, and of the classes of this phylum, Alpha(α)·Beta(β)·Gamma(γ)·Delta(δ)·Zeta(ζ)·Epsilon(ε)-Proteobacteria, the first three classes α·β·γ-Proteobacteria dominated with proportions of 28.7, 5.3, and 13.6 % at site 1, while those at site 2 accounted for 18.3, 5.2, and 2.0 %, respectively (Fig. 3). In a comprehensive study, bacterial composition based on the analysis of 287,933 sequences obtained from soil across the large spatial scale revealed that the phyla Proteobacteria, Acidobacteria, Bacteroidetes, Verrucomicrobia, and Planctomycetes dominated, but in different proportions depending on soil characteristics and geographical location (Madigan et al. 2010).

Difference in bacterial composition on class level obtained from soils at site 1 and site 2. Their relative abundance was assessed by grouping the OTUs derived from 16S rDNA retrieved from each soil. Based on classifiable sequences, the OTUs were determined from the mothur clustering. Others are the sum of minor classes which individually show a relative abundance of less than 3 %

Agricultural use of land also causes changes in bacterial diversity and composition (Smit et al. 2001 Will et al. 2001). Smit et al. (2001) analyzed the bacterial community in a wheat field using a cultivation-based method and by analyzing 16S rDNA clone sequences and found that high GC Gram-positive bacteria were mainly detected by a cultivation-based method and not by clone analysis. Instead, based on clone analysis, Acidobacteria Proteobacteria, Nitrospira, Cyanobacteria, and green sulfur bacteria dominated, and they were found to be more evenly distributed. This result demonstrates the limitation of the cultivation-based method. Moreover, the abundance of γ-Proteobacteria, which is regarded as a fast growing bacteria in nutrient-rich environment like Pseudomonas sp. (Smit et al. 2001), was unexpectedly greater at site 1 than at site 2 (Fig. 4), which was probably due to litter decomposition. It was reported that plant root showed a selective effect towards γ-Proteobacteria (Marilley and Aragno 1999), which comprise the majority of fast growing decomposer for easily degradable substrates (Madigan et al. 2010). In addition, the phylum Elusimicrobia, previously known as “Termite Group 1” and occurring in various environments (Herlemann et al. 2007), was present in a lower proportion at site 1 (1.2 %), but not at site 2 (Table 4).

A Venn diagram showing the distribution of phylotypes identified on order level by 16S rDNA pyrosequencing from soils at site 1 and site 2. There were only two orders, Burkholderiales and Rhizobiales, belonging to β-Proteobacteria and α-Proteobacteria, respectively, at both sites

Differences between the bacterial compositions at the two sites became clearer when the distribution of phylotypes were examined on the order level using a Venn diagram, as shown in Fig. 4. To make the Venn diagram, orders which represented less than 3 % of relative abundance were discarded. Only two orders, Burkholderiales and Rhizobiales, were found at both sites. The common order Burkholderiales belongs to β-Proteobacteria and was found in similar proportions at both sites (Fig. 4). The other order Rhizobiales belongs to α-Proteobacteria and includes genus Rhizobium that is able to fix nitrogen and is associated with the roots of legumes (Madigan et al. 2010). Le genre Rhizobium is a typical soil inhabitant in the rhizosphere, which is considered a nutrient-rich niche (Marilley and Aragno 1999). Rhizobiales constituted a high proportion at both sites [site 1 18.2 %, site 2 10.3 % (Fig. 4)]. At site 2, bacteria belonged to three different orders, Acidobacteriales, Clostridiales, and Sphingomonadales, whereas at site 1, seven different orders were identified (Actinomycetales, Caulobacterales, Legionellales, Planctomycetales, Rhodospirillales, Solirubrobacterales, Xanthomonadales). Based on our assessment of the bacterial community, it could be concluded that the soil ecosystem at site 1 may have a higher degree of bacterial diversity than at site 2. Of course, the degree of variability resulted from phylogenetic assemblages does not reflect degree of functional or ecological diversity. Therefore, more detailed studies, including its functional capability, are needed to determine why these bacteria are present in given soil.

Status of bacterial communities as evaluated using different indices

Originally, the diversity index was developed to assess diversity and stability of plant and animal communities (Kennedy and Smith 1995), but nowadays it is also used in bacterial community (Smit et al. 2001 Liang et al. 2011 Han et al. 2008 Hwang et al. 2014). In the present study, the Shannon-Weaver index and the reciprocal of Simpson index were used to assess diversity, and the Margalef and Pielou indices were used to assess richness and evenness (Kennedy and Smith 1995). As shown in Table 3, the index of diversity refers to the number of different phylotypes, the index of richness refers to the abundance of the same phylotype, and the index of evenness refers to how close in numbers phylotypes are to each other in the bacterial community. The numbers were much higher for site 1, even showing an acidic pH (5.2).

This implies that at site 1 bacterial communities, which act primarily as decomposers, were more diverse than at site 2. Accordingly, it would appear that nutrient cycling, which is achieved by the interactions between many types of microbes, would be smoother at site 1 than at site 2 (Cookson et al. 2007 Hartman et al. 2008 Will et al. 2001). As compared with the results obtained for bacterial diversities in Korean mountain pine and oak woods, for which the Shannon-Weaver index was estimated to fall in a range of from 3.42 to 3.63 (Han et al. 2008), our results (site 1 4.76, site 2 2.65) show that in terms of bacterial biodiversity, the soil ecosystem at site 1 was more stable than that at site 2.


8.3: The Effects of pH on Microbial Growth - Biology

Résumé

The objective : The objective of my project was to discover the effect that liquids of different acidities would have on the growth of bacteria found on raw meat. It was predicted that the stronger the acid, the more the growth of the bacteria would be inhibited.

Methods/Materials

Petri dishes were prepared with an agar-broth mixture. Six different solutions, water, vinegar, 0.5 normal HCl, 1 normal HCl, pure lemon juice, and lemon juice diluted with an equal part of water, were prepared, and their pH measured.

Pieces of chicken, each approximately 1 cubic centimeter, were placed in each liquid for two minutes.

The chicken pieces were then removed, and each one rubbed over the surface of a Petri dish. Other pieces of chicken not dipped in any solution, were also rubbed against the surfaces of five Petri dishes, for comparison.

The Petri dishes were then sealed. After four days, the lids were removed from the Petri dishes, and the percent of surface area covered in visible bacteria colonies was measured.

Résultats

There were no visible bacteria colonies on the surfaces of the Petri dishes rubbed with chicken dipped in 1 normal HCl, while the 0.5 normal HCl showed the next least amount of bacteria growth.

The Petri dishes rubbed with chicken dipped in pure lemon juice had a larger amounts of bacteria than those rubbed with chicken dipped in diluted lemon juice and vinegar.

The Petri dishes rubbed with chicken dipped in water grew the most bacteria out of the chicken dipped in any solution, while the Petri dishes rubbed with chicken not dipped in anything had the most bacteria.

Conclusions/Discussion

My conclusion is that stronger acids tend to inhibit bacterias growth, unless there is another affecting factor, such as the sugar in the lemon juice, which seems to have affected the speed at which the bacteria grew.

This project is a study of the effect that different acidic solutions have on the growth of bacteria found on raw chicken.


Supplemental Information

Tableau S1

Citizen science identifiers include participant letter code (A–T), Left (L) versus Right (R) armpit, day 2 or day 5 sampling, product category (Anti, antiperspirant Deod, deodorant None, no product use), and Female (F) versus Male (M). Cells shaded gray correspond to data from the pit that was not used for downstream sequence analysis. Participants reported how many times they showered during the study reported per week along the top.