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Les cellules satellites (musculaires) sont-elles les mêmes que les cellules souches musculaires ?


Au niveau musculaire : les termes « cellule satellite » et « cellule souche musculaire » sont-ils interchangeables ? C'est-à-dire, y a-t-il des cellules souches musculaires qui ne sont pas des cellules satellites, ou vice versa ?


Sur la base de cette revue, les cellules satellites peuvent reconstituer les muscles blessés, mais parmi les cellules satellites, il existe des cellules souches satellites pour maintenir le pool de cellules satellites.


Cellules souches musculaires squelettiques

Les cellules satellites sont des cellules souches myogéniques responsables de la croissance postnatale, de la réparation et de l'entretien du muscle squelettique. Cette revue se concentre sur la biologie fondamentale de la cellule satellite en mettant l'accent sur son rôle dans la réparation musculaire et les parallèles entre la myogenèse embryonnaire et la régénération musculaire. Des progrès récents ont modifié la vision de longue date de la cellule satellite en tant que cellule souche myogénique engagée dérivée directement du myoblaste fœtal. La base expérimentale de cette perspective évolutive sera mise en évidence, tout comme la relation entre la cellule satellite et d'autres populations de cellules souches musculaires nouvellement découvertes. Enfin, les avancées et perspectives des thérapies cellulaires des dystrophies musculaires seront abordées.


Introduction

Il y a maintenant plus de 45 ans depuis la première description de la cellule satellite canonique dans le muscle squelettique adulte (Mauro, 1961). Les cellules satellites résident dans une niche qui se trouve sous la lame basale mais à l'extérieur des fibres musculaires associées (Fig. 1A) (Bischoff, 1990). On pense depuis longtemps que les cellules satellites représentent un progéniteur musculaire engagé qui est responsable de la croissance postnatale et de la capacité de régénération du muscle squelettique (Seale et al., 2000). Typiquement au repos mitotique, les cellules satellites sont activées en réponse au stress induit par la mise en charge ou par un traumatisme, comme une blessure (Charge et Rudnicki, 2004). Les descendants des cellules satellites activées, appelées cellules précurseurs myogéniques ou myoblastes squelettiques, subissent plusieurs cycles de division avant la différenciation terminale et la fusion pour former des myofibres multinucléées.

Différents états de la cellule satellite du muscle squelettique. (UNE) Cellules satellites positives pour Pax7 (rouge) à la surface d'une seule fibre isolée du muscle extensor digitorum longus (EDL) d'une souris adulte. Les noyaux sont colorés au DAPI (bleu). (B) Au cours du développement embryonnaire, une population Pax7-positive de progéniteurs myogéniques contribue à la myogenèse et donne naissance à des cellules satellites. Cryosection à travers un muscle masséter d'un embryon de souris E14. Les fibres musculaires différenciées sont colorées avec un anticorps contre la chaîne lourde de la myosine (cytoplasme, bleu) et un anticorps contre la myogénine (noyaux, rouge). Les cellules Pax7-positives (noyaux, vertes) sont situées entre les fibres nouvellement formées. (C) Cryosection transversale d'un muscle tibial de souris transplanté, montrant que les cellules satellites YFP-positives transplantées peuvent fusionner avec les fibres musculaires de l'hôte et contribuer à la niche des cellules souches de l'hôte. Les cellules greffées sont marquées avec un anticorps anti-GFP (vert) et un anticorps anti-Pax7 (rouge). Les lames basales des fibres musculaires sont marquées avec un anticorps contre la laminine (blanc) et les noyaux avec du DAPI (bleu). La flèche montre une cellule Pax7-positive YFP-positive greffée dans une position de cellule satellite. Les images en A et B sont une gracieuseté de Fabien Le Grand L'image en C est une gracieuseté de S. Kuang.

Différents états de la cellule satellite du muscle squelettique. (UNE) Cellules satellites positives pour Pax7 (rouge) à la surface d'une seule fibre isolée du muscle extensor digitorum longus (EDL) d'une souris adulte. Les noyaux sont colorés au DAPI (bleu). (B) Au cours du développement embryonnaire, une population Pax7-positive de progéniteurs myogéniques contribue à la myogenèse et donne naissance à des cellules satellites. Cryosection à travers un muscle masséter d'un embryon de souris E14. Les fibres musculaires différenciées sont colorées avec un anticorps contre la chaîne lourde de la myosine (cytoplasme, bleu) et un anticorps contre la myogénine (noyaux, rouge). Les cellules Pax7-positives (noyaux, vertes) sont situées entre les fibres nouvellement formées. (C) Cryosection transversale d'un muscle tibial de souris transplanté, montrant que les cellules satellites YFP-positives transplantées peuvent fusionner avec les fibres musculaires de l'hôte et contribuer à la niche des cellules souches de l'hôte. Les cellules greffées sont marquées avec un anticorps anti-GFP (vert) et un anticorps anti-Pax7 (rouge). Les lames basales des fibres musculaires sont marquées avec un anticorps contre la laminine (blanc) et les noyaux avec du DAPI (bleu). La flèche montre une cellule Pax7-positive YFP-positive greffée dans une position de cellule satellite. Les images en A et B sont une gracieuseté de Fabien Le Grand L'image en C est une gracieuseté de S. Kuang.

Au cours de la dernière décennie, de nombreux chercheurs ont fourni des preuves pour étayer l'hypothèse qu'il existe une sous-population de cellules satellites possédant des propriétés semblables à celles des cellules souches (Collins et al., 2005). En fait, il a été démontré récemment que les cellules satellites représentent une population hétérogène et hiérarchique composée d'un petit nombre de cellules souches satellites et d'un plus grand nombre de progéniteurs myogéniques engagés (Kuang et al., 2007). De plus, notre compréhension des cellules souches myogéniques non conventionnelles (cellules de la population latérale, mésoangioblastes et cellules souches dérivées du muscle) a été clarifiée par l'appréciation qu'elles pourraient être dérivées d'une cellule de type péricyte dans le tissu musculaire (Peault et al. ,2007). Ces avancées et d'autres dans notre compréhension de la biologie des satellites du muscle squelettique et des cellules souches ont été discutées lors de la récente conférence du FASEB, que nous passons en revue ci-dessous.


Cellules satellites des muscles des membres : établir le canon

Les muscles squelettiques des membres postérieurs des rongeurs sont couramment utilisés pour étudier les cellules satellites, car ces muscles sont faciles à identifier, disséquer, collecter et manipuler expérimentalement. Les muscles squelettiques des membres et de l'abdomen proviennent du mésoderme somitique et sont appelés muscles hypaxiaux (Figure ​ Figure1 1 ). Ils proviennent du développement du dermomyotome ventrolatéral du mésoderme paraxial segmenté. In vivo et in vitro Les études examinant les muscles des membres fournissent des informations fondamentales sur les mécanismes et les voies de régulation impliqués dans la régénération des muscles squelettiques, la croissance musculaire et la biologie des cellules satellites.

Contributions mésodermiques embryonnaires aux muscles squelettiques adultes. (UNE) Schéma des origines mésodermiques dans un embryon de souris au stade 3&# x020135 somite. (B) Les muscles squelettiques du tronc, des membres, du diaphragme et de la langue proviennent du mésoderme somitique. En revanche, les muscles extraoculaires (MOE) proviennent du mésoderme préchordal et du mésoderme paraxial crânien du premier arc pharyngé, le muscle masséter des premier et deuxième arcs pharyngiens du mésoderme paraxial crânien, et le pharynx des troisième et quatrième arcs pharyngés du mésoderme paraxial caudal. Les muscles de la langue proviennent à la fois du mésoderme somitique et crânien tout en se développant dans la niche du mésenchyme crânien, qui est alimenté par les quatre arcs pharyngiens.

La régénération musculaire est un processus cellulaire robuste et complexe qui restaure le muscle blessé à un état morphologiquement et fonctionnellement similaire à celui du muscle non blessé (Figure ​ Figure2 2 Abmayr et Pavlath, 2012). La régénération du muscle squelettique se déroule en deux phases distinctes : une phase dégénérative et une phase régénérative (Rai et al., 2014). Les principales caractéristiques de la phase dégénérative impliquent des lésions du sarcolemme des myofibres ou une nécrose des myofibres, suivies d'un afflux de cellules inflammatoires mononucléées et d'une augmentation des fibroblastes (Mathew et al., 2011 Murphy et al., 2011 Rai et al., 2014). Les facteurs libérés par les fibres musculaires endommagées initient une réponse inflammatoire qui recrute les neutrophiles, les macrophages et active les progéniteurs fibro/adipogéniques pour faciliter l'élimination des débris cellulaires et réguler la réparation musculaire (McLennan, 1996 Lescaudron et al., 1999 Joe et al., 2010 Uezumi et al., 2010 Pallafacchina et al., 2013). La lame basale reste intacte et sert d'échafaudage pour la phase suivante, la régénération musculaire (Schmalbruch, 1976). Plusieurs signaux moléculaires, tels que des facteurs de croissance, des chimiokines et des cytokines, sont libérés qui activent les cellules satellites à la fois localement et de manière systémique dans les 24 premières heures suivant la blessure (Chang et Rudnicki, 2014 Rodgers et al., 2014). Les myoblastes se différencient ensuite de manière terminale pour devenir des myocytes post-mitotiques, qui fusionnent ensuite avec d'autres myocytes ou myofibres pour régénérer ou réparer les myofibres endommagées. Ainsi, de nouveaux myonoyaux sont ajoutés aux myofibres endommagées ou naissantes (Abmayr et Pavlath, 2012). Un sous-ensemble de cellules myogéniques repeuple la niche des cellules satellites, maintenant et reconstituant ainsi le pool de cellules satellites au repos pour les cycles de régénération suivants (Collins et al., 2005 Shinin et al., 2006).

Structure des myofibres et progression cellulaire de la myogenèse. Les myofibres sont entourées d'une lame basale, sous laquelle se trouvent des cellules satellites en apposition étroite avec la myofibre. En cas de blessure, les cellules satellites prolifèrent et donnent naissance à des myoblastes, qui se différencient, migrent, adhèrent et fusionnent les uns avec les autres pour former de multiples myotubes au sein de l'échafaudage de la lame basale. Les myoblastes/myotubes fusionnent avec les moignons de la myofibre survivante et les myotubes fusionnent également les uns avec les autres pour réparer la myofibre blessée. Les myofibres régénérées sont identifiables par la présence de noyaux situés au centre. Des coupes transversales représentatives de muscles colorés à l'hématoxyline et à l'éosine provenant de muscles murins lésés chimiquement sont fournies pour chaque étape de la régénération musculaire afin d'illustrer la morphologie différentielle des tissus.

Le rôle des cellules satellites dans la croissance postnatale a également été étudié dans les muscles des membres. Chez la souris, les 3 premières semaines de croissance néonatale entraînent une multiplication par trois de la masse musculaire au cours de laquelle la population de cellules satellites subit une réduction significative de

30% des myonoyaux par myofibre jusqu'à 5%, après fusion avec les muscles néonatals. Des augmentations parallèles du nombre de myonucléaires et des protéines cytoplasmiques se produisent jusqu'au jour 21 postnatal (White et al., 2010). Après le 21e jour postnatal, les cellules satellites entrent dans un état cellulaire quiescent sous la régulation de la signalisation Notch (Fukada et al., 2011), mais la taille des myofibres continue d'augmenter sans l'ajout de nouveaux myonoyaux (White et al., 2010). Des études récentes d'ablation de cellules satellites ont également montré que l'addition myonucléaire à partir de cellules satellites est indispensable pour la croissance hypertrophique des muscles des membres chez l'adulte (McCarthy et al., 2011). De plus, les cellules satellites ne semblent pas nécessaires au maintien de la plupart des muscles des membres adultes. Une récente étude d'ablation de cellules satellites a révélé que la perte de 90 % des cellules satellites des membres adultes n'a pas réussi à modifier la taille des muscles ou le type de myofibre dans cinq muscles des membres différents avec le vieillissement (Fry et al., 2015). Cependant, l'addition myonucléaire se produit à un niveau basal dans les muscles des membres postnatals non lésés et peut être nécessaire pour le maintien de la taille des myofibres de l'extenseur des orteils longus avec le vieillissement (Keefe et al., 2015). Ensemble, ces études suggèrent que la phase initiale de la croissance musculaire postnatale se produit avec l'ajout de myonoyaux provenant de cellules satellites, mais le maintien de la plupart de la taille des muscles des membres adultes ne dépend pas des cellules satellites.

Les gènes régulateurs impliqués dans la biologie des cellules satellites ont également été élucidés à partir d'études sur les muscles des membres. Dans le muscle squelettique adulte, les cellules satellites quiescentes expriment Pax7, un facteur de transcription qui spécifie la lignée myogénique (Seale et al., 2000). Une fois activées, les cellules satellites sortent de la quiescence cellulaire, entrent dans le cycle cellulaire et commencent à progresser dans la lignée myogénique sous le contrôle des facteurs de régulation myogénique (MRF), des facteurs de transcription spécifiques au muscle de la classe de base-hélice-boucle-hélice (bHLH) , y compris la protéine de différenciation myogénique (MyoD), le facteur myogénique 5 (Myf5), le facteur myogénique régulateur 4 (Mrf4) et la myogénine (Weintraub et al., 1991 Olson et Klein, 1994 Chang et Rudnicki, 2014). MyoD et Myf5 sont exprimés pendant la phase proliférative et régulent la différenciation myogénique (Cooper et al., 1999 Valdez et al., 2000), tandis que Mrf4 et la myogénine sont exprimés lors de la différenciation terminale et de la sortie du cycle cellulaire (Chang et Rudnicki, 2014) .

De plus en plus de preuves suggèrent que les cellules satellites d'un muscle sont hétérogènes (Motohashi et Asakura, 2014). Les cellules satellites contenant des niveaux élevés de Pax7 présentent des taux de prolifération plus lents, un métabolisme plus faible et une résistance à la différenciation, indiquant un phénotype plus semblable à un tronc de Pax7 par rapport aux cellules satellites avec des niveaux inférieurs de Pax7 (Rocheteau et al., 2012). Divers groupes ont également découvert des sous-populations distinctes de cellules satellites basées sur l'expression différentielle d'autres protéines, notamment l'intégrine 㬗, l'intégrine 㬡, c-met, CD34, le récepteur de la calcitonine, le récepteur de la chimiokine CXC de type 4 (CXCR4), la M-cadhérine. , Myf5, molécule d'adhésion cellulaire neurale 1, syndecans 3 et 4, et molécule d'adhésion cellulaire vasculaire 1 (Rosen et al., 1992 Cornelison et Wold, 1997 Beauchamp et al., 2000 Blanco-Bose et al., 2001 Cornelison et al. , 2001 Tamaki et al., 2002 Sherwood et al., 2004 Fukada et al., 2007 Ikemoto et al., 2007 Kuang et al., 2007 Kafadar et al., 2009). Alors que les mécanismes sous-jacents à l'hétérogénéité des cellules satellites sont encore en cours d'élucidation, de plus en plus de preuves suggèrent que la biologie des cellules satellites est également variable d'une manière dépendante du muscle, comme discuté ci-dessous.


Résultats

Les clones de cellules satellites des muscles lents et rapides subissent spontanément une différenciation terminale myogénique avec un timing distinct

Pour déterminer le potentiel de différenciation myogénique de chaque clone de cellules satellites musculaires dérivées de muscles lents et rapides, nous avons isolé des myofibres uniques des muscles extenseur des orteils (muscle rapide EDL) et soléaire (muscle lent), et les avons cultivées dans pmGM pendant jusqu'à 8 jours. . Les cellules satellites musculaires ont été activées pour proliférer et ont migré au fond des récipients de culture. Des cellules myogéniques dérivées de cellules satellites se sont développées par clonage sur un substrat recouvert de collagène de type I. Dans les 4 jours suivant la culture, les cellules myogéniques des muscles EDL et soléaire présentaient une forme arrondie, suggérant une faible fixation au substrat (Fig. 1A, C). Ces cellules sont désignées « cellules rondes » dans la présente étude. Plus tard, des cellules plus aplaties, appelées « cellules épaisses », sont apparues en culture et le nombre de cellules rondes a diminué dans chaque colonie (Fig. 1B, D). Les cellules épaisses se distinguaient facilement des cellules fibroblastiques, qui apparaissaient beaucoup plus aplaties. La différenciation myogénique terminale en myotubes s'est produite spontanément après l'apparition de cellules épaisses (Fig. 1B-D). Les cellules satellites dérivées des muscles soléaire et EDL ont subi les mêmes processus de prolifération/différenciation, bien que les cellules épaisses et les myotubes soient apparus plus tôt dans les cultures de myofibre soléaire que dans les cultures EDL (Fig. 1C-E). Les cellules rondes ont migré en continu, comme le suggèrent leurs nombreux filopodes (Fig. 1F), et ont formé des colonies de type « burst » dans lesquelles les cellules gardaient leurs distances les unes des autres (Fig. 1A). Le nombre de colonies contenant des cellules exprimant le CMH a augmenté avec le temps dans les cultures de fibres musculaires rapides et lentes (Fig. 1E). Au huitième jour de culture, tous les clones dérivés de cellules satellites ont subi une différenciation terminale myogénique, quelle que soit leur origine. Ainsi, tous les clones dérivés de cellules satellites ont conservé un potentiel de différenciation myogénique dans nos conditions d'isolement et de culture.

Deux sous-populations distinctes apparaissent dans les clones dérivés de cellules satellites. (A-D) Des myofibres simples ont été isolées du muscle EDL (A, B) ou soléaire (C, D) et cultivées pendant 4 (A, C) ou 6 jours (B, D). Deux sous-populations distinctes, comprenant des cellules désignées cellules rondes (pointes de flèches blanches) avec une forme arrondie et des cellules plus aplaties désignées cellules épaisses (pointes de flèches noires), sont apparues dans la culture de fibres EDL ou soléaire. Les images ont été obtenues par microscopie à contraste de phase. Barres d'échelle : 50 m. (E) La capacité de subir une différenciation myogénique de clones de cellules satellites dérivés de l'EDL (colonne blanche) et des muscles soléaires (colonne noire). Des cultures de myofibres uniques ont été fixées au jour 4 ou 8, puis soumises à une immunofluorescence pour le CMH. L'expression du CMH a été déterminée dans 45 à 80 colonies. (F) Vue ultra-microscopique de cellules rondes. Des cellules rondes dérivées du muscle gastrocnémien ont été observées au microscope électronique à balayage. La flèche indique un filopode. Barre d'échelle : 10μm.

Deux sous-populations distinctes apparaissent dans les clones dérivés de cellules satellites. (A-D) Des myofibres simples ont été isolées du muscle EDL (A, B) ou soléaire (C, D) et cultivées pendant 4 (A, C) ou 6 jours (B, D). Deux sous-populations distinctes, comprenant des cellules désignées cellules rondes (pointes de flèches blanches) avec une forme arrondie et des cellules plus aplaties désignées cellules épaisses (pointes de flèches noires), sont apparues dans la culture de fibres EDL ou soléaire. Les images ont été obtenues par microscopie à contraste de phase. Barres d'échelle : 50 m. (E) La capacité de subir une différenciation myogénique de clones de cellules satellites dérivés de l'EDL (colonne blanche) et des muscles soléaires (colonne noire). Des cultures de myofibres uniques ont été fixées au jour 4 ou 8, puis soumises à une immunofluorescence pour le CMH. L'expression du CMH a été déterminée dans 45 à 80 colonies. (F) Vue ultra-microscopique de cellules rondes. Des cellules rondes dérivées du muscle gastrocnémien ont été observées au microscope électronique à balayage. La flèche indique un filopode. Barre d'échelle : 10μm.

La conversion des cellules rondes en cellules épaisses se produit avant la différenciation terminale myogénique

L'observation que le nombre de cellules épaisses a rapidement augmenté dans les colonies simultanément avec une diminution rapide du nombre de cellules rondes (Fig. 1A, B) suggère la conversion des cellules rondes en cellules épaisses. Pour révéler la séquence d'événements qui se produisent au cours de la différenciation terminale myogénique dans la culture à fibre unique, le comportement des cellules rondes dérivées du muscle gastrocnémien a été examiné par microscopie à contraste de phase, time-lapse. La figure 2 montre les images prises entre 1 et 108 minutes à partir de films en accéléré au jour 7 de la culture. La cellule ronde (tête de flèche) a migré en continu pendant la culture (Fig. 2A-C). Lorsqu'une cellule ronde a contacté une autre cellule, sa morphologie arrondie s'est aplatie (Fig. 2D-I) ainsi, le noyau est devenu visible au microscope à contraste de phase (Fig. 2H-J). Ensuite, la cellule épaisse nouvellement formée a fusionné avec une autre cellule épaisse et s'est différenciée en un myotube (Fig. 2K, L). De plus, l'expression de la myogénine (Wright et al., 1989), un marqueur précoce de la myogenèse, a été induite dans une fraction des cellules épaisses mais dans aucune des cellules rondes (Fig. 3A-D) dans les colonies contenant des myotubes. Ces résultats indiquent que les cellules rondes sont converties en cellules épaisses sans division cellulaire, et que les cellules épaisses, mais pas les cellules rondes, subissent une différenciation terminale myogénique.

Les cellules rondes sont converties en cellules épaisses avant la différenciation terminale myogénique. La séquence d'événements qui se produisent au cours de la différenciation terminale myogénique des descendants de cellules satellites a été observée par microscopie à contraste de phase et accélérée. (A-L) Les images ont été prises aux moments indiqués. Les pointes de flèche indiquent la position près du noyau de la même cellule de A à L. Barre d'échelle : 10 m.

Les cellules rondes sont converties en cellules épaisses avant la différenciation terminale myogénique. La séquence d'événements qui se produisent au cours de la différenciation terminale myogénique des descendants de cellules satellites a été observée par microscopie à contraste de phase et accélérée. (A-L) Les images ont été prises aux moments indiqués. Les pointes de flèche indiquent la position près du noyau de la même cellule de A à L. Barre d'échelle : 10 m.

Les cellules épaisses, mais pas les cellules rondes, expriment la myogénine. Les myofibres obtenues à partir du muscle gastrocnémien ont été cultivées en pmGM pendant 7 jours. Ensuite, les colonies dérivées de cellules satellites ont été soumises à une immunocoloration avec un anticorps anti-myogénine. (A, B) Une fraction de cellules épaisses (pointes de flèches) autour d'un myotube (astérisque) a exprimé la myogénine (vert en B). Barre d'échelle : 50 m. (C, D) L'une des cellules épaisses (tête de flèche), mais aucune des cellules rondes (à l'intérieur du carré), a exprimé la myogénine (D). Barre d'échelle : 20 m. Les noyaux ont été visualisés avec DAPI (bleu en B et D). (A, C) Images de microscopie à contraste de phase des mêmes champs que ceux montrés en B et D.

Les cellules épaisses, mais pas les cellules rondes, expriment la myogénine. Les myofibres obtenues à partir du muscle gastrocnémien ont été cultivées en pmGM pendant 7 jours. Ensuite, les colonies dérivées de cellules satellites ont été soumises à une immunocoloration avec un anticorps anti-myogénine. (A, B) Une fraction de cellules épaisses (pointes de flèches) autour d'un myotube (astérisque) a exprimé la myogénine (vert en B). Barre d'échelle : 50 m. (C, D) L'une des cellules épaisses (tête de flèche), mais aucune des cellules rondes (à l'intérieur du carré), a exprimé la myogénine (D). Barre d'échelle : 20 m. Les noyaux ont été visualisés avec DAPI (bleu en B et D). (A, C) Images de microscopie à contraste de phase des mêmes champs que ceux montrés en B et D.

Les clones de cellules satellites des muscles lents et rapides conservent la capacité de répondre à BMP2

Pour déterminer si chaque clone dérivé de cellules satellites musculaires conserve la capacité de subir une différenciation ostéogénique ou non, nous avons exposé la culture de fibre unique à BMP2 pendant 2 jours au début (jours 2-4) ou à la fin (jours 7-9) période in vitro. L'ALP, un marqueur précoce de la différenciation ostéogénique, n'était détectable que dans 3,6% des colonies dérivées de l'EDL qui ont été exposées à BMP2 les jours 2-4 (Fig. 4A,C). En revanche, l'expression d'ALP s'est produite dans 86,4% des colonies dérivées de l'EDL qui ont été exposées à BMP2 les jours 7-9 (Fig. 4B, C). BMP2 a inhibé de manière marquée la différenciation terminale myogénique mais n'a pas affecté la conversion des cellules rondes en cellules épaisses.

Une sous-population distincte répond à BMP2 et subit une différenciation ostéogénique. (A, B) Des colonies dérivées de cellules satellites obtenues dans une culture de fibres EDL ont été exposées à BMP2 les jours 2 à 4 (A) ou les jours 7 à 9 (B). Ils ont ensuite été soumis à une coloration pour l'ALP. Barre d'échelle : 20 m. (C,D) Analyse de la capacité à répondre à BMP2 par des descendants de cellules satellites dérivés de cultures de fibres EDL- (C) ou soléaire (D). Des colonies dérivées de cellules satellites ont été exposées à BMP2 les jours 2-4 (BMP d2-4) ou 7-9 (BMP d7-9), ou ont été cultivées pendant les mêmes périodes en l'absence de BMP2. Le bleu clair indique les colonies qui ne contiennent ni cellules épaisses ni cellules ALP-positives (ALP–Épaisse–). Le jaune indique les colonies qui contiennent des cellules épaisses mais pas de cellules positives pour l'ALP (ALP-Cellule épaisse+). Le rouge foncé indique les colonies qui contiennent des cellules ALP-positives mais pas de cellules épaisses (ALP+ Thick cell–). Le bleu foncé indique les colonies qui contiennent à la fois des cellules ALP-positives et des cellules épaisses (ALP+Thick cell+). Le nombre de colonies examinées était de 52 à 109 dans les cultures témoins sans exposition à la BMP2 et de 107 à 199 dans les cultures exposées à la BMP2.

Une sous-population distincte répond à BMP2 et subit une différenciation ostéogénique. (A, B) Des colonies dérivées de cellules satellites obtenues dans une culture de fibres EDL ont été exposées à BMP2 les jours 2 à 4 (A) ou les jours 7 à 9 (B). Ils ont ensuite été soumis à une coloration pour l'ALP. Barre d'échelle : 20 m. (C,D) Analyse de la capacité à répondre à BMP2 par des descendants de cellules satellites dérivés de cultures de fibres EDL- (C) ou soléaire (D). Des colonies dérivées de cellules satellites ont été exposées à BMP2 les jours 2-4 (BMP d2-4) ou les jours 7-9 (BMP d7-9), ou ont été cultivées pendant les mêmes périodes en l'absence de BMP2. Le bleu clair indique les colonies qui ne contiennent ni cellules épaisses ni cellules ALP-positives (ALP–Épaisse–). Le jaune indique les colonies qui contiennent des cellules épaisses mais pas de cellules positives pour l'ALP (ALP-Cellule épaisse+). Le rouge foncé indique les colonies qui contiennent des cellules ALP-positives mais pas de cellules épaisses (ALP+ Thick cell–). Le bleu foncé indique les colonies qui contiennent à la fois des cellules ALP-positives et des cellules épaisses (ALP+Thick cell+). Le nombre de colonies examinées était de 52 à 109 dans les cultures témoins sans exposition à la BMP2 et de 107 à 199 dans les cultures exposées à la BMP2.

La capacité des clones dérivés du soléaire à répondre à BMP2 s'est développée de manière similaire, bien que l'incidence des colonies ALP-positives dans la culture de fibres soléaires était inférieure à celle de la culture de fibres EDL après une exposition à BMP2 à 7-9 jours in vitro (Fig. 4D ). Étant donné que la capacité des cellules myogéniques à répondre à BMP2 est perdue lorsqu'elles subissent une différenciation terminale myogénique (Wada et al., 2002), l'incidence relativement faible de la différenciation ostéogénique (62,3 % contre 86,4 % des colonies) dans la culture de myofibre soléaire peut être en raison de la progression plus rapide de la myogenèse (Fig. 1E). En effet, une exposition continue à BMP2 du jour 0 au jour 9 in vitro a empêché la différenciation myogénique et a augmenté l'incidence de la différenciation ostéogénique des colonies dérivées du soléaire jusqu'à 86,2 % des 87 colonies indépendantes.

L'analyse histochimique a indiqué que l'expression de l'ALP était induite exclusivement dans les cellules épaisses mais pas dans les cellules rondes (Fig. 4A, B). Le changement temporel de la réactivité BMP2 des descendants de cellules satellites dans la culture de myofibre était parallèle à l'évolution dans le temps de la conversion des cellules rondes en cellules épaisses (Fig. 4C, D). La conversion s'est produite plus tôt dans la culture à fibre unique du muscle soléaire (Fig. 1B). En fait, même lorsqu'elle est exposée à BMP2 les jours 2-4, l'ALP a été induite dans certaines colonies soléaires contenant des cellules épaisses (13,3% Fig. 4D).

Les présents résultats suggèrent que les cellules rondes représentent des cellules satellites activées, tandis que les cellules épaisses représentent des cellules progénitrices multipotentes (multiblastes) (Wada et al., 2002). Pris ensemble, les résultats suggèrent que les cellules rondes sont converties en cellules épaisses avant la différenciation terminale myogénique et ostéogénique.

Le FGF basique et le LIF suppriment de manière synergique à la fois la conversion des cellules rondes en cellules épaisses et la différenciation terminale myogénique

Les différences de réactivité aux signaux de différenciation entre les cellules rondes et les cellules épaisses soutiennent l'idée que l'efficacité de leurs contributions à la régénération musculaire in vivo lors d'une transplantation diffère dans les deux types cellulaires des descendants de cellules satellites. Cependant, nous n'avons pas pu obtenir un nombre suffisant de cellules rondes pour tester cela car les cellules rondes sont spontanément converties en cellules épaisses pendant la culture. Pour obtenir une expansion clonale continue de cellules rondes sans conversion en cellules épaisses, nous avons cultivé des fibres musculaires isolées de muscles gastrocnémiens de souris adultes dans des pmGM complétées par divers facteurs de croissance. Le FGF basique (bFGF) ou le LIF ont inhibé de manière marquée l'expression du CMH (Fig. 5A-C). Lorsqu'ils sont combinés, le bFGF et le LIF inhibent de manière synergique la différenciation myogénique (Fig. 5D, E). De plus, le bFGF, mais pas le LIF, a nettement amélioré la prolifération des cellules rondes (figure 5E).

Le FGF basique et le LIF suppriment de manière synergique l'expression du CMH. (A-D) Des myofibres isolées du muscle gastrocnémien ont été cultivées dans pmGM (A) ou dans pmGM supplémenté avec du bFGF seul (B), du LIF seul (C) ou du bFGF plus LIF (D), pendant 6 jours. Les cellules ont ensuite été soumises à une immunocoloration pour le CMH (rouge). Les noyaux ont été visualisés par DAPI. Barres d'échelle : 100 m. (E) Analyse quantitative de l'inhibition de l'expression du CMH par les facteurs de croissance. Les pourcentages de noyaux dans les cellules exprimant le CMH par rapport aux noyaux totaux (barres) et le nombre total de noyaux dans chaque champ (0,55 mm 2 ) (cercles vides) ont été calculés dans quatre échantillons indépendants. Les moyennes et les erreurs standard sont affichées.

Le FGF basique et le LIF suppriment de manière synergique l'expression du CMH. (A-D) Des myofibres isolées du muscle gastrocnémien ont été cultivées dans pmGM (A) ou dans pmGM supplémenté avec du bFGF seul (B), du LIF seul (C) ou du bFGF plus LIF (D), pendant 6 jours. Les cellules ont ensuite été soumises à une immunocoloration pour le CMH (rouge). Les noyaux ont été visualisés par DAPI. Barres d'échelle : 100 m. (E) Analyse quantitative de l'inhibition de l'expression du CMH par les facteurs de croissance. Les pourcentages de noyaux dans les cellules exprimant le CMH par rapport aux noyaux totaux (barres) et le nombre total de noyaux dans chaque champ (0,55 mm 2 ) (cercles vides) ont été calculés dans quatre échantillons indépendants. Les moyennes et les erreurs standard sont affichées.

En l'absence de bFGF et de LIF supplémentaires, les cellules rondes ont été spontanément converties en cellules épaisses puis différenciées en myotubes, résultant en de petites colonies (Fig. 6B,C). En revanche, les cellules rondes ont continué à proliférer pendant au moins 7 jours sans conversion en cellules épaisses dans un milieu contenant à la fois du bFGF et du LIF (Fig. 6A, B comparent la taille de la colonie en A avec celle de B au même grossissement). L'inhibition de la conversion des cellules rondes en cellules épaisses par la combinaison de bFGF et de LIF a entraîné une croissance extensive des cellules rondes. Nous avons obtenu en routine au moins 10 000 cellules rondes purifiées lorsque 120 à 160 myofibres d'une paire de muscles gastrocnémiens ont été cultivées dans de telles conditions. Cependant, les conditions de culture actuelles ne peuvent empêcher la conversion pendant une période de culture prolongée.

Le FGF basique et le LIF améliorent en synergie la croissance clonale des cellules rondes. Des clones cellulaires myogéniques dérivés de cellules satellites dans le muscle gastrocnémien ont été cultivés dans pmGM seul (B,C), ou dans pmGM supplémenté avec bFGF plus LIF(A,D), pendant 7 jours. Les images ont été obtenues par microscopie à contraste de phase. Barres d'échelle : 1 mm en A,B, 100 μm en C,D.

Le FGF basique et le LIF améliorent en synergie la croissance clonale des cellules rondes. Des clones cellulaires myogéniques dérivés de cellules satellites dans le muscle gastrocnémien ont été cultivés dans pmGM seul (B,C), ou dans pmGM supplémenté avec bFGF plus LIF(A,D), pendant 7 jours. Les images ont été obtenues par microscopie à contraste de phase. Barres d'échelle : 1 mm en A,B, 100 μm en C,D.

Les cellules rondes contribuent à la reconstruction des myofibres plus efficacement que les cellules épaisses

Après le développement du système de culture qui permet l'expansion clonale des cellules rondes, nous avons transféré des cellules rondes dans des muscles gastrocnémiens en régénération pour déterminer leur contribution possible à la reconstruction musculaire in vivo. Nous avons régulièrement obtenu 10 000 cellules rondes dans une culture de myofibre dérivée d'une paire de muscles gastrocnémien de souris, ce qui a permis d'éviter les dommages physiologiques en minimisant le temps consacré à la préparation des cellules. Cinq mille cellules rondes obtenues à partir d'une culture monofibre de souris transgéniques GFP ont été injectées dans des muscles gastrocnémiens de souris C57Bl/6 ayant reçu une injection intramusculaire de CTX la veille de la transplantation. Les cellules rondes et les cellules épaisses avaient formé peu de fibres musculaires positives pour la GFP 14 jours après la transplantation dans les muscles de l'hôte (tableau 1). Après 28 jours, plus de myofibres GFP-positives ont été trouvées dans des cryosections de muscles hôtes injectés avec 5000 cellules rondes (Fig. 7A, Tableau 1). Des noyaux situés en périphérie dans plusieurs myofibres GFP-positives suggèrent l'achèvement de la reconstruction des myofibres (Fig. 7B). En revanche, très peu, voire aucune, myofibres GFP-positives ont été trouvées 28 jours après la transplantation dans les muscles de l'hôte injectés avec 5000 cellules épaisses (Fig. 7C). Cependant, lorsque 1 000 000 de cellules épaisses ont été transférées, elles étaient capables de contribuer grandement à la formation de myofibres (Fig. 7D, Tableau 1). Par conséquent, les cellules épaisses conservent toujours la capacité de reconstituer des myofibres in vivo, bien que leur efficacité dans la formation de myofibres soit comparativement beaucoup plus faible que celle des cellules rondes (environ 2 à 5 %). Nous ne pouvons pas exclure la possibilité qu'une culture cellulaire épaisse contienne un petit nombre de cellules rondes ou de cellules similaires aux cellules rondes. However, round cells will be easily lost from the thick cell culture through successive passages because these cells divide slowly.

In vivo myofiber formation by myogenic cells at different stages of maturation/differentiation

. . . Number of GFP(+) fibers . Required cell number .
Cell type . Number of transplanted cells . Days after transplantation . Gastrocnemius . GFP(+) fiber .
Round cell 5000 14 4.8±7.5 * (5) † , ‡ 1041 §
5000 28 15±5 (4) 333
Thick cell 5000 14 2.7±4.3(6) ‡ 1851
5000 28 0.3±0.5 (6) 16667
10 6 28 138±46 (4) 7246
. . . Number of GFP(+) fibers . Required cell number .
Cell type . Number of transplanted cells . Days after transplantation . Gastrocnemius . GFP(+) fiber .
Round cell 5000 14 4.8±7.5 * (5) † , ‡ 1041 §
5000 28 15±5 (4) 333
Thick cell 5000 14 2.7±4.3(6) ‡ 1851
5000 28 0.3±0.5 (6) 16667
10 6 28 138±46 (4) 7246

Average and standard deviation

Number of samples examined

Expression level of GFP in GFP-positive myofibers after 14 days was relatively low compared with that apparent in GFP-positive myofibers after 28 days

Estimated values based on [number of transplanted cells]/[number of GFP-positive fibers]

Round cells enhance muscle regeneration more efficiently than thick cells. Five thousand round cells (A,B) or thick cells (C), or 1,000,000 thick cells(D) derived from gastrocnemius muscles of GFP-transgenic mice were transplanted into gastrocnemius muscles of congenic C57Bl/6 mice pre-treated with CTX. The muscles were removed and cryosectioned 28 days after transplantation. Images in A-D were obtained by epifluorescence microscopy with a GFP filter. Scale bars: 100 μm in A,C,D 50 μm in B.

Round cells enhance muscle regeneration more efficiently than thick cells. Five thousand round cells (A,B) or thick cells (C), or 1,000,000 thick cells(D) derived from gastrocnemius muscles of GFP-transgenic mice were transplanted into gastrocnemius muscles of congenic C57Bl/6 mice pre-treated with CTX. The muscles were removed and cryosectioned 28 days after transplantation. Images in A-D were obtained by epifluorescence microscopy with a GFP filter. Scale bars: 100 μm in A,C,D 50 μm in B.

To compare the ability of quiescent satellite cells to form new myofibers with that of their cultured descendant cells, we transplanted ten or thirty single myofibers isolated from gastrocnemius muscles of GFP-transgenic mice into host gastrocnemius muscles that were pre-treated with CTX. The fact that GFP-positive myofibers were not observed 24 hours after transplantation implies that the transplanted single myofibers were physically damaged during the process of transplantation. Transplanted quiescent satellite cells located on single myofibers formed GFP-positive myofibers within two weeks: the average number of GFP-positive myofibers from three independent experiments was 0.52±0.16/transplanted myofiber. Single myofibers of mouse gastrocnemius muscle were associated with 3.3±1.3 satellite cells (T.M. and N.H., unpublished). Thus, only seven quiescent satellite cells are sufficient for the formation of a single new myofiber by intramuscular transplantation. These results suggest that quiescent satellite cells have an extremely high ability to reconstitute myofibers in vivo. The efficiency of muscle regeneration by cells belonging to the satellite cell lineage might be altered as a result of isolation and/or tissue culture(Smythe et al., 2001).

Round cells have the ability to restore dystrophin in myofibers of mdx mice

To determine whether round cells have the capacity to restore dystrophin in the muscle of mdx nude mice, which lack functional dystrophin due to a genetic mutation (Sicinski et al.,1989), 5000 round cells derived from GFP-transgenic mice were injected into gastrocnemius muscles of mdx nude mice that had received an intramuscular injection of CTX on the day before transplantation. We did not find any revertant fibers in the gastrocnemius muscles in this series of experiments (Fig. 8A). After 28 days, GFP-positive myofibers (approximately 10-30/gastrocnemius muscle) were identified in cryosections of host muscles(Fig. 8B). Immunofluorescence analysis shows that dystrophin was restored in approximately 10% of GFP-positive myofibers (Fig. 8C). Thus, round cells representing immediate descendants of quiescent satellite cells have the capacity to restore dystrophin in the muscle of mdx nude mice.

Round cells retain the capacity to restore dystrophin in myofibers of mdx nude mice. Five thousand round cells derived from GFP-transgenic mice were transplanted into gastrocnemius muscles of mdx nude mice pre-treated with CTX. The muscles were removed 28 days after transplantation and subjected to immunofluorescence analysis with antibodies to GFP (B) and dystrophin (C). Immunofluorescence analysis with antibodies to dystrophin revealed the absence of revertant myofibers in muscles that were treated with CTX alone (A). Scale bars: 20 μm.

Round cells retain the capacity to restore dystrophin in myofibers of mdx nude mice. Five thousand round cells derived from GFP-transgenic mice were transplanted into gastrocnemius muscles of mdx nude mice pre-treated with CTX. The muscles were removed 28 days after transplantation and subjected to immunofluorescence analysis with antibodies to GFP (B) and dystrophin (C). Immunofluorescence analysis with antibodies to dystrophin revealed the absence of revertant myofibers in muscles that were treated with CTX alone (A). Scale bars: 20 μm.

Round cells retain stem cell-like properties and express Pax7 at high levels

The high ability of round cells to form new myofibers after transplantation suggests that these cells correspond to a stem-like subpopulation in myoblast culture (Beauchamp et al.,1999). Time-lapse recording revealed that round cells grew more slowly than thick cells (Fig. 9A). The maximum growth rate of round cells, which is estimated from the slope of their growth curve, was significantly lower than that of thick cells (9.3±0.7 versus 16.7±1.5 cells/hour). A serial recording also showed a single round cell generating two round-shaped daughter cells that migrated away soon after cell division(Fig. 9B). These results indicate that round cells retain stem cell-like characteristics: slow division, self-renewal for new stem-like cells, and generation of a progeny committed to terminal differentiation.

Round cells divide slowly and generate new round cells. (A) The behavior of round cells on day 6, 7 or 8 of myofiber cultures (black symbols), and thick cells at early passages (white symbols), was recorded by time-lapse microscopy. Cell numbers in the same fields were counted every 6 hours. Three independent cultures of round cells or thick cells were analyzed. (B) A round cell on day 6 of the fiber culture (arrowhead) generated two daughter cells(asterisks) displaying a rounded shape. The images were taken at the indicated time points. Scale bar: 10 μm.

Round cells divide slowly and generate new round cells. (A) The behavior of round cells on day 6, 7 or 8 of myofiber cultures (black symbols), and thick cells at early passages (white symbols), was recorded by time-lapse microscopy. Cell numbers in the same fields were counted every 6 hours. Three independent cultures of round cells or thick cells were analyzed. (B) A round cell on day 6 of the fiber culture (arrowhead) generated two daughter cells(asterisks) displaying a rounded shape. The images were taken at the indicated time points. Scale bar: 10 μm.

To clarify the nature and diversity of round and thick cells, the expression of satellite cell lineage markers and stem cell markers were determined by immunofluorescence analysis. Both round cells and thick cells expressed MyoD, M-cadherin, desmin and nestin, but neither Sca1 nor CD34 (data not shown). Furthermore, all round cells expressed Pax7, an essential transcription factor for satellite cell specification(Seale et al., 2000), at high levels (Fig. 10A,B). Undifferentiated thick cells also expressed Pax7, but at a lower level than that apparent in round cells (Fig. 10C,D), whereas differentiating thick cells expressed myogenin,but not Pax7 (Fig. 10E,F). The high level of Pax7 expression in round cells suggests that Pax7 is a possible molecular marker for identification of stem-like cells in myoblast culture.

Round cells express Pax7 at high levels. Myofibers from EDL muscle were cultured in pmGM for 6 days. (A,B) Round cells expressed Pax7 at high levels.(C,D) Undifferentiated thick cells expressed Pax7 at a reduced level. (E,F)Differentiating thick cells (asterisks) expressed myogenin (green in F) but not Pax7 (red in F). A round cell (arrow) expressed Pax7 but not myogenin.(A,C,E) Phase contrast microscopy images of the same fields as those shown in B, D and F. Scale bars: 20 μm.

Round cells express Pax7 at high levels. Myofibers from EDL muscle were cultured in pmGM for 6 days. (A,B) Round cells expressed Pax7 at high levels.(C,D) Undifferentiated thick cells expressed Pax7 at a reduced level. (E,F)Differentiating thick cells (asterisks) expressed myogenin (green in F) but not Pax7 (red in F). A round cell (arrow) expressed Pax7 but not myogenin.(A,C,E) Phase contrast microscopy images of the same fields as those shown in B, D and F. Scale bars: 20 μm.


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Correcting DNA at the source

The strategy pursued by the Wagers Lab aims to fully correct the genetic template for dystrophin at its source, in the DNA of stem cells (satellite cells) that create and regenerate muscle cells. Combining cutting-edge CRISPR/Cas9 genome editing technologies with a deep knowledge of stem cell science and regenerative biology, this approach if successful might offer a permanent restoration of muscular function.

“In skeletal muscle, muscle fibers are terminally post-mitotic, meaning they cannot divide and they cannot reproduce themselves,” Wagers explains. “If you lose muscle fibers, the only way to produce new muscle is from stem cells, specifically the satellite cells. The satellite cells are self-renewing, self-repairing, and ready to spring into action to create new muscle fibers. So we expect that a satellite cell with the corrected DMD gene would quite quickly and continuously propagate the edited gene throughout the muscle tissue.”

At present, research conducted in mice has shown promising results. In 2019, the Wagers Lab published the results of editing stem cells in vivo, demonstrating that stem cell genes can be edited in living systems, not only in a dish. In that work, Wagers and her team delivered genome editing molecules to the cells using adeno-associated viruses (AAVs). Her lab has also successfully used gene editing in heart, muscle, and satellite cells to partially restore the function of the DMD gene that encodes dystrophin, by chopping out faulty sequences of code that are disrupting the proper reading frame.


Introduction

Representing 30–40% of our body mass, skeletal muscle is a highly organized tissue made up of a large number of syncytial cells, known as myofibers, which are formed by the fusion of myogenic progenitor cells. Despite the post-mitotic nature of its myofibers, skeletal muscle has a robust regenerative capacity in response to injury. This relies on resident muscle stem cells (MuSCs), also called “satellite cells” because of their unique anatomical position at the periphery of the myofibers. MuSCs typically exist in a quiescent state but may enter the cell cycle following injury in order to regenerate the skeletal muscle tissue and replenish the stem cell pool for future needs. Several transcription factors have been identified as markers and key regulators of the quiescent state as well as of activation and progression to the myogenic lineage. Among them, the paired homeobox factors PAX3 and PAX7 as well as the so-called Myogenic Regulatory Factors – MRFs (MYF5, MYOD, MYOGENIN, MRF4) stand out for their unique and important roles in muscle formation, specification, homeostasis, and repair (for more details the reader may refer to ref. 1,2 ). PAX7 is commonly used as a marker of MuSCs, and a subset of them co-expresses PAX3 in adult muscle 3,4 . The MRFs regulate the progression of MuSCs towards myogenic determination, differentiation, and fusion to form multinucleated myofibers 2 .

The renewal of the MuSC cellular compartment requires a tightly regulated balance between quiescence and activation that is associated with many transcriptional changes in MuSCs. Activation is accompanied by metabolic reprogramming, reinforcing the evidence of a strict interplay between MuSC function and metabolic status. Moreover, recent studies show that MuSCs are a heterogeneous stem cell population, with different abilities to support tissue regeneration. The dynamic changes in MuSC behavior are regulated by the microenvironment and by distinct tissue resident cells of the niche that provide molecular cues to regulate MuSC fate. Here, we review novel findings that have challenged our knowledge of MuSC biology, discussing the molecular mechanisms regulating MuSC quiescence and activation states and heterogeneity. Moreover, we describe the latest advances that enhance our understanding of how MuSC metabolism adapts to quiescence and differentiation, and the role of the microenvironmental niche in regulating MuSC behavior and function. Finally, we present new insights into the pathological conditions associated with MuSC dysfunction, such as muscular dystrophies and aging, showing how the deregulation of MuSCs can lead to an exacerbation of pathology.


Non-satellite cell types with myogenic potential

A variety of cells different from satellite cells possess myogenic potential (Table 1). Some of these atypical myogenic cell types are considered as potential therapeutics for muscular dystrophy. Most promising amongst these are mesoangioblast-like cells/pericytes. These cells are perivascular mesenchymal-like progenitors that can differentiate into various cell types of mesodermal origin, including skeletal muscle fibers and cardiac muscle 77 , 78 . Such cells have been isolated from embryonic and postnatal aorta, bone marrow, cardiac, and skeletal muscle, as well as other tissues 79 . The ease of transduction with viral vectors and the ability of these cells to cross the endothelial wall in the presence of inflammation, as in the case of muscular dystrophy, makes them very interesting therapeutic candidates for systemic delivery 80 . Recent reports revealed that human pericytes as well as genetically corrected dystrophin deficient murine pericytes can not only fuse to muscle fibers but generate cells in the satellite cell position 81 , 82 . Taken together, this atypical myogenic cell type holds outstanding therapeutic promise and translational potential for the treatment of muscular dystrophy.

Several other cell types with varying myogenic potential that could be of therapeutic relevance have been described. (i) A rare population of cells expressing CD133 or Prominin-1 that is present in human skeletal muscle and circulating in adult blood has myogenic potential 83-85 . In co-culture with myogenic cells, CD133 positive progenitors differentiate into myotubes. Upon intramuscular application or injection into the bloodstream these cells are able to home to the satellite cell niche and to generate fibers expressing human dystrophin in immunocompromised mdx mice more efficiently than human myoblasts 85 . Interestingly, local injection of this cell type seems to promote muscle regeneration through increased vasculogenesis 86 . These studies suggest that the systemic delivery of CD133 positive cells from immunologically matched healthy donors or genetically corrected cells from patient blood could be a feasible strategy for the treatment of muscular dystrophy. (ii) In human muscles a population of myoendothelial cells that co-express myogenic and endothelial cell markers (CD56, CD34, CD144) have been described to extensively contribute to regeneration upon transplantation into cardiotoxin injured skeletal muscle of SCID mice 87 . Interestingly, this cell type can be cultured clonally for long periods while retaining its myogenic properties. (iii) Another population of muscle resident cells has been shown to express aldehyde dehydrogenase (ALDH) but not CD34 88 . These cells can participate in muscle formation and populate the satellite cell compartment upon injection into injured muscle of immunocompromised mice. ALDH positive and CD34 negative cells appear to have an outstanding capacity for proliferation upon transplantation. (iv) The Sassoon laboratory has discovered muscle resident PW1+ interstitial cells (PICs) which possess Pax7 dependent myogenic activity during postnatal muscle growth, contribute to skeletal muscle regeneration and are able to generate satellite cells 89 . (v) Asakura et al. have described a fraction of Sca-1 positive SP cells found in muscle which undergo myogenic specification after co-culture with myoblasts 90 . If injected into regenerating muscle of SCID mice, SP cells give rise to both myocytes and satellite cells. (vi) Several groups have shown that bone marrow-derived cells, such as hematopoietic and mesenchymal stem cells, can participate in the regeneration of muscle, albeit with a very low efficiency 91-95 . (vii) Last but not least, embryonic (ES) and induced pluripotent (iPS) stem cells are currently explored as potential candidates for cell therapy of muscular diseases. Barberi et al. were able to derive engraftable myoblasts from human ES cells 96 . Gene therapies with patient derived corrected iPS cells offer an advantage over ES cells by providing a genetic match and thereby decreasing the likelihood of immunorejection. Darabi et al. reported the generation of functional skeletal muscle from mouse ES and iPS cells by ectopic expression of Pax3/7 and the engraftment of these cells into the satellite cell niche in dystrophic mice 97 , 98 . Because of the possible development of teratomas, the use of ES and iPS cells will have to be carefully monitored in a clinical setting 99 .


Les références

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